Deux récepteurs olfactifs régulent 1 | Pékin AgileLift Ventures Group Co., Ltd

Communications Biology volume 6, Article number: 176 (2023) Citer cet article

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La mouche orientale des fruits Bactrocera dorsalis (Hendel) est un ravageur notoire des cultures fruitières. Les femelles gravides localisent les sites de ponte appropriés en détectant les substances volatiles de la plante hôte. Ici, nous démontrons que le 1-octen-3-ol, un volatile de la mangue, guide le comportement de ponte des mouches femelles. Deux récepteurs odorants (BdorOR7a-6 et BdorOR13a) sont identifiés comme récepteurs clés pour la perception du 1-octen-3-ol par analyse qPCR, expression hétérologue dans les ovocytes de Xenopus laevis et les cellules HEK 293 suivies d'essais de liaison in vitro, ainsi que CRISPR/ Modification du génome de Cas9 chez B. dorsalis. L'amarrage moléculaire et la mutagenèse dirigée sont utilisés pour déterminer les principaux sites de liaison du 1-octène-3-ol. Nos résultats démontrent le potentiel du 1-octène-3-ol à attirer les femelles gravides et le mécanisme moléculaire de sa perception chez B. dorsalis. BdorOR7a-6 et BdorOR13a peuvent donc être utilisés comme cibles moléculaires pour le développement d'attractifs féminins. De plus, nos données de mutagenèse dirigée faciliteront l'ingénierie chimique du 1-octen-3-ol pour générer des attractifs plus efficaces.

La sélection de sites de ponte appropriés par les insectes herbivores reflète généralement la capacité des femelles gravides à détecter les substances volatiles libérées par les plantes hôtes préférées. Les exemples incluent la mouche des fruits Drosophila melanogaster, qui détecte les terpènes libérés par la fermentation des fruits1,2, la mouche du haricot Delia platura, qui détecte le 1-octen-3-ol et le 3-octanone libérés par la germination des graines3, la pyrale du ver à soie Bombyx mori, qui détecte les substances volatiles libérées par les feuilles de mûrier4 et la guêpe parasite Anastatus japonicas, qui détecte le β-caryophyllène, l'α-farnésène et le cis-3-hexène-ol libérés par les plantes hôtes et les insectes5. La mouche orientale des fruits Bactrocera dorsalis (Hendel), l'un des ravageurs les plus destructeurs et envahissants des cultures fruitières6, préfère pondre ses œufs sur les mangues bien mûres7,8,9,10. On pense que cela reflète l'attirance des femelles gravides pour les volatils. Le produit chimique 1-octen-3-ol, un volatile de la mangue, a été considéré comme l'un des signaux d'orientation possibles pour la sélection du site de ponte chez cette mouche11,12.

Le système olfactif des insectes joue un rôle important dans l'utilisation des volatils pour guider le comportement de ponte13,14,15. Les récepteurs olfactifs (OR) responsables de la perception de substances volatiles spécifiques peuvent être déterminés à l'aide d'une combinaison de tests comportementaux basés sur l'exposition et de mutations de perte de fonction, avec des tests de liaison directe et une mutagenèse dirigée comme stratégie pour identifier des sites de liaison spécifiques16 . Après avoir caractérisé les volatils et leurs récepteurs, l'écologie chimique inverse peut être utilisée pour développer de nouveaux attractifs qui ciblent plus efficacement les RO clés13,17,18,19. Par exemple, DmelOR19a s'est avéré responsable de la perception des terpènes d'agrumes qui contrôlent le comportement de ponte chez D. melanogaster2. De même, HassOR31 s'est avéré guider le comportement de ponte d'Helicoverpa assulta en réponse au butyrate de Z-3-hexényle libéré par les plantes hôtes13. De plus, nous avons constaté que la suppression du gène du récepteur co-exprimé du récepteur olfactif (BdorOrco) à l'aide du système CRISPR/Cas9 supprimait la préférence de ponte induite par le 1-octen-3-ol chez la femelle B. dorsalis20. L'étude précédente a également montré directement que BdorOR13a se lie au 1-octen-3-ol in vitro16, mais aucune donnée comportementale in vivo n'a été présentée à ce jour. Une analyse plus approfondie de la perception du 1-octen-3-ol chez B. dorsalis a été entravée par un ensemble de données OR incomplet en raison de l'absence d'une séquence génomique de haute qualité.

Pour relever ces défis, nous avons annoté de manière exhaustive la famille OR de B. dorsalis à l'aide d'un nouvel assemblage de génome de haute qualité. Nous avons identifié deux OR susceptibles d'être impliqués dans la réponse au 1-octen-3-ol en utilisant l'analyse de l'expression des OR chez les femelles vierges et accouplées, et en testant les OR candidats par des systèmes d'expression hétérologues suivis d'un enregistrement de voltage clamp et d'essais d'imagerie calcique. De plus, ces deux gènes ont été éliminés à l'aide du système CRISPR/Cas9. Nous avons utilisé l'analyse du site de liaison et la mutagenèse dirigée pour déterminer le mécanisme de liaison. Nous avons également comparé l'effet du 1-octen-3-ol sur les femelles gravides et vierges. Nos résultats indiquent le mécanisme moléculaire de la perception du 1-octen-3-ol chez B. dorsalis et fournissent des cibles moléculaires pour le développement d'attractifs féminins plus efficaces basés sur le génie chimique du 1-octen-3-ol.

Nous avons comparé la capacité de la chair de mangue entièrement mûre et du 1-octen-3-ol à attirer les femelles B. dorsalis vierges et accouplées à l'aide de leurres pièges. La chair de mangue entièrement mûre (Fig. 1a) et le 1-octen-3-ol à 10 % (v/v) (dilué par de l'huile minérale (MO)) (Fig. 1b) étaient tous deux significativement plus attractifs pour 15 jours. vieilles femelles accouplées que les femelles vierges de 15 jours et les femelles immatures de 3 jours, mais il n'y avait pas de différence significative entre les femelles vierges et immatures. De plus, l'indice de préférence (le nombre de mouches dans le piège odorant moins le nombre de mouches dans le piège MO, puis divisé par le nombre total de mouches introduites) des femelles gravides à la mangue mûre et au 1-octen-3-ol est devenu plus élevé avec le temps. Presque toutes les femelles ont fait leur choix après environ 8 h et sont restées relativement stables par la suite.

a L'indice de préférence de la chair de mangue pour les femelles immatures de 3 jours, les femelles vierges de 15 jours et les femelles accouplées de 15 jours. b L'indice de préférence du 1-octen-3-ol pour les femelles immatures de 3 jours, les femelles vierges de 15 jours et les femelles accouplées de 15 jours. c Schéma de principe de la configuration expérimentale pour les tests de comportement de ponte. d–g Comportement de ponte induit par la mangue et/ou le 1-octène-3-ol. La carte thermique est basée sur des trajectoires de vol surveillées à l'aide du logiciel EnthoVision XT. La palette de couleurs représente la densité des pistes et le temps passé par huit femelles, le rouge indiquant la densité la plus élevée. Les images montrent l'étendue de la ponte après 24 h. Les histogrammes montrent le nombre moyen d'œufs pondus par chaque femelle. Les données sont des moyennes ± SE de n ≥ 7 réplicats biologiques. La signification statistique a été déterminée à l'aide du test t de Student (***p < 0,001). d Chair de mangue vs MO. e 1-octène-3-ol vs MO. f Chair de mangue vs 1-octen-3-ol. g Chair de mangue + 1-octen-3-ol vs chair de mangue + MO.

Nous avons étudié l'effet de la mangue mûre et du 1-octen-3-ol sur le comportement de ponte en utilisant l'approche expérimentale illustrée à la Fig. 1c. En bref, nous avons placé ~ 60 mg de chair de mangue ou 20 µL de solution de 1-octène-3-ol d'un côté d'une boîte de Pétri (point L) et 20 µL MO de l'autre côté (point R), puis suivi le mouches. Lorsque la chair de mangue a été placée au point L et MO au point R, le nombre moyen d'œufs pondus par chaque femelle était de 27 ± 8 (n = 7) au point L et presque nul au point R (p < 0,001, test t de Student) , et les traces de mouches étaient principalement concentrées autour de la chair de mangue (Fig. 1d). Des résultats similaires ont été observés lorsque le 1-octène-3-ol a été appliqué au point L et MO au point R (Fig. 1e). Lorsque la chair de mangue a été testée directement contre le 1-octen-3-ol, les mouches ont pondu beaucoup plus d'œufs dans la région du 1-octen-3-ol (Fig. 1f). De plus, les femelles gravides ont montré une préférence pour la chair de mangue supplémentée en 1-octen-3-ol par rapport à la chair de mangue supplémentée en MO, et le nombre d'œufs était plus élevé que la chair de mangue ou le 1-octen-3-ol seul (Fig. 1g). Les traces de mouches se sont concentrées autour du site de ponte préféré dans toutes les expériences. Ces résultats indiquent que le 1-octen-3-ol pourrait convenir comme leurre pour le contrôle des femelles de B. dorsalis. Le comportement de ponte est illustré plus en détail dans les films supplémentaires 1 à 4.

Nous avons identifié 74 gènes OR de B. dorsalis en utilisant BLASTX pour cribler les contigs génomiques de B. dorsalis par rapport aux séquences d'acides aminés et aux domaines Pfam des OR connus de D. melanogaster avec un seuil d'identité de 30 % (tableau supplémentaire 1, données supplémentaires 1) . Les contigs ont été dérivés d'un assemblage final du génome de B. dorsalis de haute qualité qui a été soumis à CNGBdb (numéro d'accès CNP0003192). Nous avons également inclus plusieurs transcriptomes de tissus de B. dorsalis, y compris l'antenne (GenBank SRR9026238), les palpes maxillaires et la trompe (numéro d'accès CNP0003333) et d'autres tissus (numéro d'accès CNP0003334). Nous avons utilisé une recherche BLASTN pour prédire les séquences codantes complètes des OR et déterminé leurs séquences par RT-PCR. Une recherche d'homologie basée sur les séquences d'acides aminés des OR de D. melanogaster a révélé plusieurs gènes homologues pour plusieurs OR, notamment BdorOR7a, BdorOR33b, BdorOR59a, BdorOR63a, BdorOR67d et BdorOR94a, alors que les OR de Drosophile correspondants n'ont qu'un seul gène (Fig. 1 supplémentaire) .

Les profils d'expression des gènes OR de B. dorsalis ont été étudiés en testant sept tissus dans différents segments du corps de B. dorsalis par qPCR (Fig. 2 supplémentaire). La plupart des gènes étaient fortement exprimés dans les tissus riches en sensilles, tels que les palpes maxillaires, les cuticules de la tête et surtout les antennes. Plusieurs gènes ont également été exprimés dans la trompe, notamment BdorOR7a-4, BdorOR19a, BdorOR24a, BdorOR47b et BdorOR94a-2. Nous avons comparé les profils d'expression génique chez des femelles vierges et accouplées âgées de 15 jours, révélant 20 gènes significativement régulés à la hausse et cinq gènes significativement régulés à la baisse après l'accouplement (Fig. 3 supplémentaire). Étant donné que les femelles gravides étaient plus sensibles au 1-octène-3-ol, nous avons considéré les 20 gènes OR régulés positivement comme candidats pour l'analyse de l'affinité de liaison au 1-octène-3-ol.

Pour déterminer quels OR de B. dorsalis sont principalement responsables de la perception du 1-octen-3-ol, nous avons exprimé les 20 candidats dans les ovocytes de Xenopus laevis avec le gène co-récepteur BdorOrco, et utilisé un système de serrage de tension à deux électrodes pour enregistrer la réponse au 1-octen-3-ol. Les ovocytes témoins injectés avec de l'eau n'ont pas généré de courants détectables lorsqu'ils ont été mis au défi avec du DMSO ou du 1-octen-3-ol (Fig. 2a). Parmi les 20 RO candidats, seuls les ovocytes exprimant BdorOR7a-6/BdorOrco ou BdorOR13a/BdorOrco étaient clairement activés par le 1-octen-3-ol, et dans les deux cas nous avons observé des courants dose-dépendants (Fig. 2b, c). La concentration efficace demi-maximale (valeur EC50) de 1-octène-3-ol, qui induit une réponse à mi-chemin entre la ligne de base et le maximum, était de 105 μM pour BdorOR7a-6/BdorOrco et de 1,268 μM pour BdorOR13a/BdorOrco. BdorOR13a semble donc avoir une bien plus grande affinité que BdorOR7a-6 pour le 1-octène-3-ol.

a–c Réponses au 1-octen-3-ol des ovocytes de Xenopus co-exprimant BdorOR7a-6/BdorOrco ou BdorOR13a/BdorOrco. a Des ovocytes de Xenopus ont été injectés avec les constructions appropriées et stimulés avec du 1-octène-3-ol à différentes concentrations. Les ovocytes ont été injectés avec (i) de l'eau comme contrôle, (ii) de l'ARNc de BdorOR7a-6/BdorOrco, (iii) de l'ARNc de BdorOR13a/BdorOrco. b Courbe dose-réponse de BdorOR7a-6 au 1-octène-3-ol. CE50 = 1,05 × 10−4 M. c Courbe dose-réponse de BdorOR13a au 1-octène-3-ol. EC50 = 1,268 × 10−6 M. Les symboles montrent les réponses actuelles du complexe BdorOR/BdorOrco présentées sous forme de moyennes ± SE (n = 8). Les courbes dose-réponse ont été ajustées à l'aide de GraphPad 8.0. d–h Réponses au 1-octen-3-ol des cellules HEK 293 co-exprimant BdorOR7a-6/BdorOrco ou BdorOR13a/BdorOrco. d Images de fluorescence de cellules HEK 293 incubées avec Fluo4-AM et transfectées avec les gènes OR candidats. Fluo4-AM a été utilisé pour indiquer le changement de fluorescence (ΔF) au fil du temps, et mCherry a été utilisé comme rapporteur pour observer les cellules transfectées avec succès. L'échelle proportionnelle est de 50 μm. e Modification de l'intensité de fluorescence des cellules exprimant BdorOR7a-6/BdorOrco après stimulation avec 10−4 M de 1-octen-3-ol. f Courbe dose-réponse de BdorOR7a-6 au 1-octène-3-ol. CE50 = 1,561 × 10−5 M. g Changement d'intensité de fluorescence des cellules exprimant BdorOR13a/BdorOrco suite à une stimulation avec 10−4 M de 1-octen-3-ol. h Courbe dose-réponse de BdorOR13a au 1-octène-3-ol. CE50 = 1,128 × 10−5 M.

Pour confirmer les données de serrage de tension à deux électrodes, nous avons exprimé les OR dans des cellules HEK 293 et détecté la capacité des OR à se lier au 1-octen-3-ol par imagerie calcique. Les cellules incubées avec Fluo-4 AM étaient vertes lorsqu'elles étaient excitées à 488 nm, tandis que les cellules transfectées avec succès avec les constructions OR et le marqueur visuel mCherry étaient rouges lorsqu'elles étaient excitées à 555 nm (Fig. 2d). Seules les cellules transfectées avec BdorOR7a-6/BdorOrco ou BdorOR13a/BdorOrco ont montré un changement significatif de l'intensité de la fluorescence verte après stimulation avec 10−4 M 1-octen-3-ol (Fig. 2e, g), et les courbes concentration-réponse ont révélé Valeurs EC50 de 15,6 μM pour BdorOR7a-6/BdorOrco et 11,3 μM pour BdorOR13a/BdorOrco (Fig. 2f, h).

Nous avons conçu des ARNg contre les gènes BdorOR7a-6 et BdorOR13a et les avons injectés dans des œufs de B. dorsalis fraîchement pondus avec la protéine Cas9 purifiée pour générer des mutations knock-out. Les sites cibles BdorOR7a-6 et BdorOR13a étaient situés respectivement dans les premier et deuxième exons (Fig. 3b, c). Nous avons obtenu 26 adultes dans le groupe BdorOR7a-6 et 12 dans le groupe BdorOR13a. Les individus Mosaic G0 ont été identifiés sur la base de l'analyse des polymorphismes, et l'efficacité de la mutation G0 s'est avérée être de 13% et 22%, respectivement (Fig. 3a). Le clonage TA et le séquençage Sanger ont révélé trois génotypes parmi les mutants G0 BdorOR7a-6–/+ et deux parmi les mutants G0 BdorOR13a–/+. Les mutants ont été croisés individuellement avec des mouches de type sauvage (WT) et la progéniture G1 a été rétrocroisée avec des mouches WT pendant au moins 10 générations pour exclure les mutations potentielles hors cible. Enfin, nous avons obtenu des mouches BdorOR7a-6-/- avec une délétion homozygote de 4 pb et des mouches BdorOR13a-/- avec une délétion homozygote de 7 pb (Fig. 3b, c). La séquence d'acides aminés BdorOR7a-6 dans les mutants a été modifiée à partir de la position 236 et a créé un codon d'arrêt en position 254 (par rapport à la protéine WT à 394 résidus). La séquence d'acides aminés BdorOR13a dans les mutants a été modifiée à partir de la position 127 et a créé un codon d'arrêt en position 172 (par rapport à la protéine WT à 441 résidus).

a Taux de survie et de mutagenèse après microinjection. b La région cible de BdorOR7a-6. (i) Structure du gène de BdorOR7a-6 basée sur la séquence du génome. Les exons sont représentés par des cases grises et les introns par des lignes. La cible gRNA dans le premier exon contient une séquence guide de 20 nt et le CGG adjacent surligné en vert est le motif adjacent protospacer (PAM). (ii) Les génotypes des mutants G0 ont été déterminés par clonage TA et séquençage Sanger (les délétions sont représentées par des tirets surlignés en jaune). L'identifiant attribué aux mouches mosaïques G0 est indiqué au début de chaque séquence, et le nombre de nucléotides supprimés est indiqué après chaque séquence. (iii) Traces de séquençage de Sanger pour les mouches WT, BdorOR7a-6-/+ et BdorOR7a-6-/-. La région noire est le site cible de l'ARNg. (iv) Séquences protéiques prédites des allèles BdorOR7a-6 WT et mutant (-4 pb). c La région cible de BdorOR13a, avec (i – iv) indiquant les mêmes détails que ceux fournis ci-dessus pour les mutants BdorOR7a-6.

Nous avons comparé les réponses électrophysiologiques des mouches mutantes et WT au 1-octen-3-ol et à d'autres volatils par électroantennographie (EAG). La réponse EAG moyenne des mouches WT a augmenté progressivement avec la concentration de 1-octen-3-ol (Fig. 4a), atteignant un pic de 3, 829 ± 0, 33 mV à 10% (v / v) de 1-octen-3-ol. Les réponses EAG moyennes des mutants étaient significativement plus faibles à 0,1 %, 1 % et 10 % (v/v) de 1-octen-3-ol par rapport aux mouches WT. De plus, les réponses EAG des mutants BdorOR13a-/- étaient inférieures à celles des mutants BdorOR7a-6-/- à 1 % et 10 % (v/v) de 1-octène-3-ol. Cependant, la réponse EAG des mutants BdorOR7a-6-/- et BdorOR13a-/- aux trois autres substances volatiles (tiglate d'éthyle, acétate d'éthyle et butyrate d'éthyle) n'a montré aucune différence significative par rapport aux mouches WT.

a Réponses EAG des mutants WT, BdorOR7a-6-/- et BdorOR13a-/- à différentes concentrations de 1-octen-3-ol et d'autres volatils. Les données sont des moyennes ± SE (n = 15–20). La signification statistique a été déterminée à l'aide du test t de Student (*p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001). b Comportement de ponte induit par le 1-octène-3-ol chez les femelles WT et mutantes. La carte thermique montre la densité des traces et le temps passé de huit femelles, le rouge indiquant la densité la plus élevée. Les images montrent l'étendue de la ponte après 24 h, et l'histogramme montre le nombre moyen d'œufs pondus par chaque mouche. Les données sont des moyennes ± SE (n ≥ 8 répétitions biologiques). La signification statistique a été déterminée à l'aide du test t de Student (***p < 0,001).

Des essais biologiques de ponte ont été effectués pour comparer l'efficacité du 1-octen-3-ol en tant qu'attractif pour les femelles WT et mutantes, en utilisant la même configuration expérimentale que celle décrite ci-dessus (Fig. 1c). Le nombre moyen d'œufs pondus par chaque femelle WT au site 1-octen-3-ol était de 28 ± 3 (n = 12), contre presque 0 (n = 12) œufs au site traité avec MO (p < 0,001 , test t de Student, Fig. 4b). Cependant, le nombre moyen d'œufs pondus au site 1-octen-3-ol par les mouches mutantes était significativement plus faible : 4 ± 1 (n = 13, p < 0,001, test t de Student, Fig. 4b) pour BdorOR7a-6 −/− mutants et 2 ± 1 (n = 16, p < 0,001, test t de Student, Fig. 4b) pour les mutants BdorOR13a−/−. Il n'y avait pas de différence significative entre les mouches WT et les mouches mutantes sur le site MO. De plus, les pistes des mutants BdorOR7a-6-/- et BdorOR13a-/- étaient désordonnées, couvrant toute la boîte de Pétri, contrairement aux pistes WT concentrées autour de l'attractif. Les comportements des mutants BdorOR7a-6−/− et BdorOR13a−/− sont présentés dans les films supplémentaires 5–6.

Nous avons utilisé AlphaFold 2.0 pour prédire les structures de BdorOR7a-6 et BdorOR13a (Fig. 5a, c). La précision de la prédiction a été évaluée à l'aide d'un graphique PROCHECK Ramachandran, révélant que 96, 7% des résidus BdorOR7a-6 ont été placés dans les régions favorisées (A, B, L) et qu'aucun résidu n'a été placé dans les régions non autorisées (Fig. 4a supplémentaire). De même, 95,3% des résidus BdorOR13a ont été placés dans des régions favorisées et aucun résidu n'a été placé dans des régions non autorisées (Fig. 4b supplémentaire). L'amarrage moléculaire a montré que BdorOR7a-6 et BdorOR13a présentent une cavité allongée en forme de poche qui lie le 1-octène-3-ol. Il a été prédit que le résidu Asn86 de BdorOR7a-6 (Fig. 5b) et les résidus Asp320 et Lys323 de BdorOR13a (Fig. 5d) formeraient des liaisons hydrogène avec le 1-octène-3-ol. La véracité des trois sites de liaison a été déterminée par mutagenèse dirigée, dans laquelle chaque site a été individuellement remplacé par de l'alanine. Les trois séquences mutantes ont été transfectées dans des cellules HEK 293 avec la construction BdorOrco, suivies d'une imagerie calcique comme décrit ci-dessus. La mutation Asn86Ala a considérablement réduit l'affinité de liaison de BdorOR7a-6 pour le 1-octen-3-ol, augmentant la valeur EC50 à 46,7 μM. Les mutations Lys323Ala et Asp320Ala ont aboli la capacité de BdorOR13a à se lier au 1-octen-3-ol, rendant dans chaque cas impossible l'enregistrement d'une valeur EC50 (Fig. 5e, f). De plus, les résultats de l'amarrage moléculaire ont montré que les trois mutations ne pouvaient pas former de liaisons hydrogène avec le 1-octène-3-ol (Fig. 5–6 supplémentaire).

a Structure de BdorOR7a-6 prédite à l'aide d'AlphaFold 2.0. b Résidu de BdorOR7a-6 requis pour la liaison au 1-octène-3-ol. c Structure de BdorOR13a prédite à l'aide d'AlphaFold 2.0. d Résidus de BdorOR13a requis pour la liaison au 1-octène-3-ol. e Réponse du mutant BdorOR7a-6 Asn86Ala au 1-octène-3-ol basée sur l'imagerie calcique. f Réponses des mutants BdorOR13a Asp320Ala et Lys323Ala au 1-octen-3-ol basées sur l'imagerie calcique.

Le composant principal de l'attractif commercial largement utilisé pour B. dorsalis est le méthyleugénol, qui attire fortement les mâles mais pas les femelles21. Au champ, l'attraction des mâles n'a aucun effet bénéfique après l'accouplement car cela n'empêche pas la ponte des femelles gravides et les dégâts ultérieurs causés par les larves. Le succès du contrôle de B. dorsalis nécessite donc soit une interruption de l'accouplement, soit un attractif pour les femelles. Les femelles gravides préfèrent pondre leurs œufs dans des mangues mûres7,8,9,10, et le 1-octen-3-ol a été proposé comme l'un des signaux olfactifs pouvant guider ce comportement de ponte11,12. Nous avons constaté que le 1-octen-3-ol est plus attractif pour les femelles accouplées que pour les vierges, ce qui en fait un candidat idéal pour le développement d'un attractif femelle. Fait intéressant, lorsque la mangue et le 1-octène-3-ol étaient proposés comme choix alternatifs, le 1-octène-3-ol était le choix préféré et incitait également les femelles gravides à pondre plus d'œufs. Cela indique que le 1-octen-3-ol attire non seulement les femelles, mais stimule également l'activité de ponte.

Les mutants BdorOrco-/- ne répondent pas au 1-octen-3-ol dans les expériences EAG et montrent un changement significatif du comportement de ponte dans notre étude précédente20. Étant donné qu'Orco est strictement nécessaire pour la perception des signaux olfactifs chez les insectes, le comportement de ponte guidé par le 1-octen-3-ol doit être médié par les RO. Bien que plusieurs tentatives aient été faites pour identifier les OR du 1-octène-3-ol, la base moléculaire de sa perception est restée largement inconnue jusqu'à présent en raison de l'absence d'une séquence génomique de haute qualité16. Nous avons donc annoté les gènes OR de B. dorsalis à l'aide d'un assemblage génomique de haute qualité et de plusieurs bases de données transcriptomiques. Nous avons trouvé 74 gènes candidats OR de B. dorsalis, le référentiel le plus complet à ce jour, dont 64 ont été clonés par RT-PCR et confirmés par séquençage Sanger. Ces données fournissent une base solide pour la caractérisation fonctionnelle d'autres salles d'opération à l'avenir. L'analyse phylogénétique des RO de B. dorsalis et D. melanogaster a révélé certains orthologues directs, mais d'autres cas de duplication et de divergence de gènes, comme indiqué précédemment16, reflétant des adaptations aux odorants environnementaux tels que les substances volatiles végétales. Il serait intéressant de déterminer si ces OR homologues sont impliqués dans la perception d'odorants spécifiques ou d'ensembles d'odorants analogues. Les gènes OR de B. dorsalis sont principalement exprimés dans les organes olfactifs, comme précédemment rapporté pour D. melanogaster22. Bien que des réponses sexuellement dimorphes aux volatils aient été rapportées chez B. dorsalis21,23,24, nous n'avons observé aucune différence transcriptomique significative entre les mâles et les femelles, en accord avec les résultats précédents16.

Le statut d'accouplement est un interrupteur clé pour les insectes, leur permettant d'entrer dans l'état prêt à pondre qui déclenche le comportement de ponte25. Par exemple, les femelles accouplées de la mouche méditerranéenne des fruits Ceratitis capitata changent de préférence des phéromones mâles pour héberger des odorants de fruits26. On prévoit que le statut d'accouplement des femelles influencera leur perception des volatils ainsi que leur nouvel état comportemental et leurs besoins physiologiques27, et par conséquent, nous avons constaté que le 1-octen-3-ol était plus attrayant pour les femelles accouplées que vierges dans la présente étude. Nous avons trouvé 20 gènes OR de B. dorsalis qui étaient régulés positivement chez les femelles accouplées et les avons considérés comme des OR candidats pour la perception du 1-octen-3-ol, mais seuls BdorOR7a-6 et BdorOR13a ont montré une réponse significative au 1-octen-3 -ol. Les orthologues de BdorOR13a sont également sensibles au 1-octène-3-ol chez D. melanogaster28, Anopheles gambiae29 et Spodoptera frugiperda30.

Des systèmes d'expression hétérologues, notamment des ovocytes de X. laevis, des cellules de S. frugiperda (Sf9), des cellules HEK 293 et le système de "neurone vide" de Drosophila, ont été utilisés pour identifier des ligands pour des OR orphelins31. L'enregistrement de la pince de tension a montré que BdorOR7a-6 avait une valeur EC50 significativement plus élevée que BdorOR13a, alors que l'imagerie calcique n'a montré aucune différence significative entre les récepteurs. Ces résultats incongrus peuvent refléter les caractéristiques inhérentes à chaque système hétérologue et/ou des différences dans les techniques de mesure32. De plus, nos résultats d'enregistrement de pince de tension dans une autre étude ont montré que BdorOR7a-6 pouvait répondre aux deux autres volatils, indiquant que BdorOR7a-6 était largement réglé pour héberger des volatils par rapport à BdorOR13a.

Le comportement de ponte induit par le 1-octen-3-ol a été significativement altéré chez les mutants BdorOR7a-6−/− et BdorOR13a−/−. Les femelles mutantes gravides ont pondu beaucoup moins d'œufs que les mouches WT après stimulation avec le 1-octen-3-ol, et la sensibilité olfactive réduite au 1-octen-3-ol a également perturbé les traces des mouches mutantes. Les vidéos S1 à S4 montrent que les femelles WT localisent rapidement le 1-octen-3-ol puis pondent autour de celui-ci, alors que les mutants sont dans de nombreux cas incapables de localiser le 1-octen-3-ol. Cependant, les femelles ont encore pondu beaucoup plus d'œufs du côté traité au 1-octen-3-ol que du côté MO. Cela a du sens étant donné que nous n'avons pas effectué les doubles KO, de sorte que l'autre OU pourrait partiellement sauver la ponte. BdorOR13a et BdorOR7a-6 semblent donc être accordés au 1-octène-3-ol, ce qui régule le comportement de ponte. Ceci est cohérent avec les résultats chez le moustique Culex quinquefasciatus, où les récepteurs CquiOR37 et CquiOR99 sont étroitement accordés à deux attractifs de ponte (4-méthylphénol et 4-éthylphénol), mais cette préférence est perdue chez les mutants CquiOR37−/− et CquiOR99−/− 33. Les réponses olfactives dépendantes de la RO sont donc nécessaires pour le comportement de ponte dirigé par les odeurs. Les mutants BdorOR7a-6-/- et BdorOR13a-/- ont également montré une réponse EAG significativement plus faible au 1-octen-3-ol que les mouches WT, les mutants BdorOR13a-/- présentant la plus grande déficience. La valeur EC50 de BdorOR13a (1,27 µM) était également bien inférieure à celle de BdorOR7a-6 (105 µM) dans le test de voltage clamp. Ces données suggèrent que BdorOR13a est le RO principal pour la perception du 1-octen-3-ol bien que chaque récepteur puisse partiellement compenser le knock-out de l'autre.

La mutagenèse dirigée peut être utilisée pour explorer les propriétés de liaison des RO d'insectes et des odorants34,35,36. Dans cette étude, les mutants Asp320Ala et Lys323Ala de BdorOR13a étaient incapables de se lier au 1-octen-3-ol, ce qui suggère que la mutation a modifié la conformation de la poche de liaison. Le mutant Asn86Ala de BdorOR7a-6 a conservé sa capacité à se lier au 1-octène-3-ol mais l'affinité de liaison était beaucoup plus faible, indiquant que la structure compacte du site de liaison peut s'être relâchée37. Des résultats similaires ont été rapportés chez Ostrinia furnacalis38, D. melanogaster39 et A. gambiae40. Nos résultats montrent que la conformation des OR est affectée par le remplacement d'un seul acide aminé et que les résidus Asp320 et Lys323 de BdorOR13a sont des exigences absolues pour la liaison du 1-octen-3-ol. L'analyse plus approfondie des structures OR peut fournir plus d'informations sur les changements conformationnels impliqués dans la liaison des odorants, facilitant le dépistage des odorants qui attirent B. dorsalis plus efficacement en se liant aux OR avec une plus grande affinité.

En conclusion, nous avons constaté que le 1-octen-3-ol est un puissant attractif pour les femelles gravides de B. dorsalis et régule également leur comportement de ponte. Nous avons terminé l'annotation à l'échelle du génome des OR de B. dorsalis et utilisé des tests de liaison in vitro et l'édition du génome suivis de tests comportementaux pour montrer que deux récepteurs (BdorOR13a et BdorOR7a-6) sont réglés sur 1-octen-3-ol. Nos résultats montrent non seulement le potentiel du 1-octen-3-ol pour l'attraction des femelles gravides de B. dorsalis, mais révèlent également les bases moléculaires de sa perception. Cela peut faciliter le développement d'attractifs femelles plus puissants pour réduire l'impact de B. dorsalis sur les cultures fruitières.

WT B. dorsalis ont été collectés à Haikou, province de Hainan, Chine, en 2008. Ils ont été maintenus au Key Laboratory of Entomology and Pest Control Engineering à Chongqing à 27 ± 1 °C, 70 ± 5 % d'humidité relative, avec une température de 14- h photopériode. Les mouches adultes ont été élevées avec un régime artificiel contenant du miel, du sucre, de la poudre de levure et de la vitamine C. Les larves nouvellement écloses ont été transférées dans un régime artificiel contenant de la farine de maïs et de germe de blé, de la poudre de levure, de la gélose, du sucre, de l'acide sorbique, de l'acide linoléique et papier filtre.

Des tests de leurres à double piège ont été mis en place pour comparer les préférences olfactives des femelles gravides et vierges dans une cage transparente de 20 × 20 × 20 cm avec des trous uniformément répartis (diamètre = 1,5 mm) sur les parois latérales. Les pièges ont été remis en place à partir de tubes à centrifuger de 50 ml inversés et ont été placés le long de la diagonale de la cage. Le haut de chaque piège a été percé d'une pointe de pipette de 1 ml, qui a été raccourcie pour garantir que les mouches puissent accéder au piège à partir de la pipette. Pour le test de préférence olfactive avec la mangue, un piège a été chargé avec 60 mg de chair de mangue et l'autre piège avec 20 μL MO dans le bouchon d'un tube PCR de 200 μL. Pour le test de préférence olfactive avec 1-octen-3-ol (≥98%, sigma, USA), un piège a été chargé avec 20 μL 10% (v/v) 1-octen-3-ol dilué dans MO, et le autre avec 20 μL MO. Une boule de coton imbibée d'eau a été placée au centre de la cage pour fournir de l'eau aux mouches. Des groupes de 30 mouches femelles ont été introduits dans la cage pour chaque expérience, et chaque expérience a été répétée pour fournir huit répétitions biologiques. Toutes les expériences ont commencé à 10 h pour assurer la cohérence circadienne. Le nombre de mouches dans chaque piège a été compté toutes les 2 h pendant 24 h. Nous avons comparé les préférences des femelles immatures de 3 jours, des femelles vierges de 15 jours et des femelles accouplées de 15 jours. L'indice de préférence olfactive a été calculé selon la formule suivante41 : (nombre de mouches dans la mangue/piège odorant – nombre de mouches dans le piège témoin)/nombre total de mouches.

Le comportement de ponte a été surveillé dans une cage transparente de 10 × 10 × 10 cm avec des trous uniformément répartis sur les parois latérales comme ci-dessus. Une boîte de Pétri de 9 cm remplie d'agar à 1 % a servi de substrat de ponte et la chair de mangue, 10 % (v/v) de 1-octen-3-ol ou MO ont été ajoutés aux bords opposés de la boîte. Nous avons testé la préférence des mouches pour différents substrats : (1) ~ 60 mg de chair de mangue sur un bord et 20 μL de MO sur l'autre ; (2) 20 μL de 1-octène-3-ol d'un côté et 20 μL de MO de l'autre ; (3) ~ 60 mg de chair de mangue sur un bord et 20 μL de 1-octène-3-ol sur l'autre ; et (4) ~ 60 mg de chair de mangue plus 20 μL de 1-octène-3-ol d'un côté et ~ 60 mg de chair de mangue plus 20 μL de MO de l'autre. Le disque de gélose était recouvert d'une pellicule plastique percée pour imiter la peau des fruits, encourageant les mouches à étendre leur ovipositeur dans la pellicule plastique pour pondre des œufs. Le disque de gélose a été placé au centre de la cage et nous avons introduit huit femelles gravides de 15 jours. Deux caméras Sony FDR-AX40 ont enregistré le comportement des mouches pendant 24 h, une fixée au-dessus de la cage pour enregistrer les traces et l'autre placée devant la cage pour enregistrer le comportement de ponte. Sur la base des résultats des tests de leurre à double piège, une durée de 3 h (6 à 9 h) des vidéos a été sélectionnée pour analyser les traces et le temps passé de toutes les mouches dans la zone observée (la surface de la boîte de Pétri). Les vidéos ont été analysées à l'aide d'EthoVision XT v16 (Noldus Information Technology) pour déterminer le temps total de toutes les mouches passées de chaque côté en secondes et la distance totale de déplacement en centimètres, et les traces ont été visualisées sous forme de cartes thermiques17. Le nombre d'œufs pondus par les huit mouches de chaque expérience a été compté sous un stéréomicroscope CNOPTEC, et chaque groupe expérimental comprenait 7 à 16 répétitions.

Les séquences d'acides aminés de D. melanogaster téléchargées à partir du National Center for Biotechnology Information (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/) ont été utilisées comme requêtes BLASTP sur la base de données d'acides aminés de B. dorsalis avec un seuil d'identité de 30 %. Les gènes OR candidats ont été comparés aux données du transcriptome profond des antennes de B. dorsalis42, des palpes et proboscis maxillaires et d'autres tissus.

L'ADN polymérase PrimerSTAR Max haute fidélité (TaKaRa, Dalian, Chine) a été utilisée pour amplifier le cadre de lecture ouvert complet des gènes BdorOR par PCR nichée à l'aide d'amorces (tableau supplémentaire 2) conçues selon les données du génome de B. dorsalis. Chaque réaction de 25 μL comprenait 12,5 μL de 2 × PrimerSTAR Max Premix (TaKaRa), 10,5 μL d'eau ultrapure, 1 μL de chaque amorce (10 μM) et 1 μL de la matrice d'ADNc. Une étape initiale de dénaturation à 98 °C pendant 2 min a été suivie de 35 cycles de 10 s à 98 °C, 15 s à 55 °C et 90 s à 72 °C, et une étape finale d'extension de 10 min à 72 °C . Les produits de PCR purifiés ont été transférés sur le vecteur pGEM-T Easy (Promega, Madison, WI) pour le séquençage (BGI, Pékin, Chine).

L'ARN total a été extrait (i) des antennes mâles et femelles, des palpes maxillaires, de la cuticule de la tête (sans antenne, palpes maxillaires et proboscis), de la trompe, des pattes, des ailes et des ovipositeurs, et (ii) des têtes d'enfants de 15 jours. femelles vierges et accouplées en utilisant le réactif TRIzol (Invitrogen, Carlsbad, CA). L'ADN génomique a été éliminé avec la DNase I sans RNase (Promega) et l'ADNc premier brin a été synthétisé à partir de 1 µg d'ARN total à l'aide du kit de réactifs PrimeScript RT (TaKaRa). Des courbes standard ont été utilisées pour évaluer l'efficacité de l'amorce (tableau supplémentaire 3) avec des dilutions en série quintuples d'ADNc. La PCR quantitative en temps réel (qRT-PCR) a été réalisée à l'aide d'un système en temps réel CFX Connect (Bio-Rad, Hercules, CA) dans un volume de réaction total de 10 µL contenant 5 µL de SYBR Supermix (Novoprotein, Shanghai, Chine) , 3,9 μL d'eau sans nucléase, 0,5 μL d'ADNc (~ 200 ng/μL) et 0,3 μL des amorces directe et inverse (10 μM). Nous avons utilisé l'α-tubuline (GenBank : GU269902) et la protéine ribosomique S3 (GenBank : XM_011212815) comme gènes de référence internes. Quatre répliques biologiques ont été préparées pour chaque expérience. Les niveaux d'expression relatifs ont été déterminés à l'aide de la méthode 2−∆∆Ct43 et les données ont été analysées à l'aide de SPSS v20.0 (IBM).

Les produits de PCR vérifiés représentant les gènes OR candidats de B. dorsalis et BdorOrco ont été transférés dans le vecteur pT7Ts pour une expression dans les ovocytes. Les plasmides ont été linéarisés pour la synthèse d'ARNc à l'aide du kit mMESSAGE mMACHINE T7 (Invitrogen, Lituanie). L'ARNc purifié a été dilué à 2 µg/µL et environ 60 ng d'ARNc ont été injectés dans des ovocytes de X. laevis. Les ovocytes ont été prétraités avec 1,5 mg/mL de collagénase I (GIBCO, Carlsbad, CA) dans un tampon de lavage (96 mM NaCl, 5 mM MgCl2, 2 mM KCl, 5 mM HEPES, pH 7,6) pendant 30 à 40 min à la pièce température avant injection. Après incubation pendant 2 jours à 18 °C dans une solution de Ringer (96 mM NaCl, 5 mM MgCl2, 2 mM KCl, 5 mM HEPES, 0,8 mM CaCl2), les ovocytes ont été exposés à différentes concentrations de 1-octen-3-ol dilué dans la solution de Ringer à partir d'un stock de 1 M dans du DMSO. Les courants entrants dans les cellules entières induits par les odeurs ont été enregistrés à partir d'ovocytes injectés à l'aide d'une pince de tension à deux électrodes et d'un amplificateur OC-725C (Warner Instruments, Hamden, CT) à un potentiel de maintien de -80 mV. Le signal a été traité à l'aide d'un filtre passe-bas à 50 Hz et numérisé à 1 kHz. Les ovocytes injectés avec de l'eau sans nucléase ont servi de contrôle négatif. Les données ont été acquises à l'aide d'un appareil Digidata 1550 A (Warner Instruments, Hamden, CT) et analysées à l'aide du logiciel pCLAMP10.5 (Axon Instruments Inc., Union City, CA).

Les produits de PCR vérifiés représentant les gènes OR candidats de B. dorsalis et BdorOrco ont été transférés dans le vecteur pcDNA3.1(+) avec une étiquette mCherry qui confère une fluorescence rouge pour confirmer la transfection. Un ADN plasmidique de haute qualité a été préparé à l'aide du kit Qiagen plasmid MIDIprep (QIAgen, Düsseldorf, Allemagne). Les plasmides B. dorsalis OR et BdorOrco ont été co-transfectés dans une cellule HEK 293 en utilisant le réactif de transfection TransIT-LT1 (Mirus Bio LLC, Japon) dans des plaques à 96 puits. Le colorant fluorescent Fluo-4 AM (Invitrogen) a été préparé sous forme de stock de 1 mM dans du DMSO et dilué à 2, 5 μM dans une solution saline équilibrée de Hanks (HBSS, Invitrogen, Lituanie) pour servir d'indicateur de calcium. Le milieu de culture cellulaire a été retiré 24 à 30 h après la transfection et les cellules ont été rincées trois fois avec du HBSS avant d'ajouter Fluo 4-AM et d'incuber les cellules pendant 1 h dans l'obscurité. Après trois rinçages dans HBSS, 99 μL de HBSS frais ont été ajoutés à chaque puits avant de tester dans l'obscurité avec 1 μL de 1-octen-3-ol dilué. Les images fluorescentes ont été acquises sur un microscope confocal à balayage laser (Zeiss, Allemagne). Fluo 4-AM a été excité à 488 nm et mCherry à 555 nm. Le changement relatif de fluorescence (ΔF/F0) a été utilisé pour représenter le changement de Ca2+, où F0 est la fluorescence de base et ΔF est la différence entre le pic de fluorescence induit par la stimulation 1-octène-3-ol et la ligne de base. Les cellules saines et transfectées avec succès (rouges lorsqu'elles sont excitées à 555 nm) ont été utilisées pour l'analyse. La concentration finale de 10-4 M a été initialement utilisée pour cribler les OR correspondants, puis pour déterminer la réponse des OR criblés à la stimulation avec différentes concentrations de 1-octen-3-ol. Chaque concentration de 1-octène-3-ol a été testée en triple. Les courbes concentration-réponse ont été préparées à l'aide de GraphPad Prism v8.0 (GraphPad Software).

Les séquences d'exons de BdorOR7a-6 et BdorOR13a ont été prédites à l'aide de l'assemblage du génome de B. dorsalis de haute qualité. Chaque séquence d'ARNg avait une longueur de 20 nucléotides plus NGG comme motif adjacent au protospacer (PAM). Le potentiel de mutations hors cible a été évalué en utilisant CasOT pour cribler la séquence du génome de B. dorsalis. Chaque ARNg a été synthétisé à l'aide du kit de synthèse d'ARNg GeneArt Precision (Invitrogen) et purifié à l'aide du kit de nettoyage d'ARNg GeneArt (Invitrogen). Les embryons ont été microinjectés comme décrit précédemment20. L'ARNg purifié et la protéine Cas9 du kit GeneArt Platinum Cas9 Nuclease (Invitrogen) ont été mélangés et dilués à des concentrations finales de 600 et 500 ng/µL, respectivement. Des œufs frais (pondus dans les 20 minutes) ont été collectés et exposés à de l'hypochlorite de sodium à 1 % pendant 90 secondes pour ramollir le chorion. Les œufs ont été fixés sur des lames de verre et injectés avec le mélange d'ARNg et de protéine Cas9 au pôle postérieur à l'aide d'un dispositif IM-300 (Narishige, Tokyo, Japon) et d'aiguilles préparées à l'aide d'un extracteur de micropipette modèle P-97 (Sutter Instrument Co, Novato, Californie). Les œufs ont été injectés avec de l'eau sans nucléase comme contrôle négatif. L'injection a été réalisée en moins de 2 heures. Les embryons injectés ont été cultivés dans un incubateur à 27 ° C et la mortalité a été enregistrée au cours du développement ultérieur.

Les mutants G0 ont été criblés comme décrit précédemment20. Les survivants adultes G0 ont été rétrocroisés individuellement avec des mouches WT (paire unique) pour recueillir la progéniture G1. L'ADN génomique a été extrait des individus G0 après la ponte à l'aide du kit DNeasy Blood & Tissue (Qiagen). La région entourant chaque cible d'ARNg a été amplifiée par PCR en utilisant l'ADN extrait comme matrice, les amorces spécifiques répertoriées dans le tableau supplémentaire 2 et 2 × Taq PCR MasterMix (Biomed, Pékin, Chine). Les produits de PCR ont été analysés par électrophorèse capillaire en utilisant le kit QIAxcel DNA High Resolution Kit (Qiagen). Les produits de PCR différents des allèles WT ont été purifiés et transférés sur le vecteur pGEM-T Easy pour le séquençage. Pour confirmer que la mutation a été héritée, l'ADN génomique a également été extrait d'une patte mésothoracique de mouches G1 à l'aide d'InstaGene Matrix (Bio-Rad, Hercules, CA) et a été analysé comme ci-dessus. Pour éviter d'éventuelles mutations hors cible, des mutants hétérozygotes G1 ont été rétrocroisés avec des mouches WT sur plus de 10 générations avant l'auto-croisement pour générer des mouches mutantes homozygotes.

Les réponses antennaires des adultes de B. dorsalis âgés de 15 jours au 1-octen-3-ol ont été déterminées par enregistrement EAG (Syntech, Pays-Bas) comme indiqué précédemment20. En bref, les antennes ont été fixées à deux électrodes à l'aide du gel d'électrode Spectra 360 (Parker, Fairfield, NJ, USA). La réponse du signal a été amplifiée à l'aide d'un appareil IDAC4 et collectée à l'aide du logiciel EAG-2000 (Syntech). Avant chaque expérience, le 1-octène-3-ol et trois autres volatils (tiglate d'éthyle, acétate d'éthyle, butyrate d'éthyle) ont été dilués à 10 %, 1 % et 0,1 % (v/v) avec MO pour servir de stimulus électrophysiologique, et MO a été utilisé comme contrôle négatif. Un flux d'air constant (100 ml/min) a été produit à l'aide d'un contrôleur (Syntech) pour stimuler l'antenne. Nous avons ensuite placé 10 µL de chaque dilution ou MO sur un morceau de papier filtre (5 × 1 cm), et le contrôle négatif (MO) a été appliqué avant et après les odorants dilués pour calibrer le signal de réponse. Les réponses EAG à chaque concentration ont été enregistrées pour 15 à 20 antennes, et chaque concentration a été enregistrée deux fois. Chaque test a duré 1 s et l'intervalle entre les tests était de 30 s. Les données de réponse EAG de WT et de mouches mutantes pour les odorants dilués ont été analysées à l'aide du test t de Student avec SPSS v20.0.

Les structures tridimensionnelles de BdorOR7a-6 et BdorOR13a ont été modélisées à l'aide d'AlphaFold 2.044. La qualité et la rationalité de chaque structure protéique ont été évaluées en ligne à l'aide d'un graphique PROCHECK Ramachandran dans SAVES 6.0 (https://saves.mbi.ucla.edu/). AutoDock Vina 1.1.2 a été utilisé pour l'analyse d'amarrage, et la structure protéique du récepteur et la structure moléculaire du ligand ont été prétraitées à l'aide d'AutoDock 4.2.6. Les paramètres d'amarrage ont été définis en fonction de la structure de la protéine et des sites actifs, et le modèle d'amarrage optimal a été sélectionné en fonction de l'affinité (kcal/mol). Les modèles d'amarrage ont été importés dans Pymol et Discovery Studio 2016 Client pour analyse et traitement d'image. Sur la base des données d'amarrage moléculaire, trois résidus (Asn86 dans OR7a-6, Asp320 et Lys323 dans OR13a) ont été remplacés par de l'alanine par mutagenèse dirigée45 en utilisant les amorces répertoriées dans le tableau supplémentaire 2. Essais d'imagerie calcique et amarrage moléculaire de protéines mutées ont ensuite été effectués comme décrit ci-dessus.

Tous les tests de préférence olfactive, les tests biologiques de ponte, l'analyse des profils d'expression, les tests d'enregistrement EAG ont été analysés à l'aide du test t de Student (*p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001) avec SPSS v20.0 (IBM ). Les figures ont été générées à l'aide de GraphPad v8.0 (logiciel GraphPad). La taille de l'échantillon de chaque essai a été indiquée dans le manuscrit.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Les données finales du génome d'assemblage des chromosomes et les données du transcriptome du palpe maxillaire et d'autres tissus ont été soumises à CNGBdb sous le numéro d'accès d'assemblage CNP0003192, CNP0003333 et CNP0003334, respectivement. Les données de transcriptome profond pour l'antenne ont été déposées au National Center for Biotechnology Information Sequence Read Archive (SRA) sous les numéros d'accès SRR9026238.

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Cette recherche a été soutenue par un financement du Programme national de R&D clé de Chine (2021YFC2600100, 2022YFC2601000), de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (U21A20222, 32072491) et du Système de recherche agricole de Chine (CARS-26) du MOF et du MARA.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Li Xu, Hong-Bo Jiang.

Key Laboratory of Entomology and Pest Control Engineering, College of Plant Protection, Southwest University, Chongqing, 400716, Chine

Li Xu, Hong-Bo Jiang, Jie-Ling Yu, Deng Pan, Yong Tao, Quan Lei, Yang Chen, Zhao Liu et Jin-Jun Wang

State Cultivation Base of Crop Stress Biology for Southern Mountainous Land, Académie des sciences agricoles, Université du Sud-Ouest, Chongqing, Chine

Li Xu, Hong-Bo Jiang, Jie-Ling Yu, Deng Pan, Yong Tao, Quan Lei, Yang Chen, Zhao Liu et Jin-Jun Wang

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LX, HJ, ZL et JW ont conçu la recherche ; LX, JY et QL ont effectué la recherche ; LX, DP et YT ont analysé les données ; LX, HJ et JW ont rédigé l'article ; YC a élevé les mouches mutantes de type sauvage et criblé ; Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final.

Correspondance à Jin-Jun Wang.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Expérimentation animale : Toutes les procédures de cette étude ont été approuvées par le comité de protection et d'utilisation des animaux de l'université du sud-ouest. Le Xenopus laevis a été anesthésié 30 min en baignant dans la glace, les plaies ont été soigneusement soignées pour éviter l'infection et minimiser les souffrances.

Communications Biology remercie Dan-Dan Zhang et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Rédacteurs en chef de la manipulation principale : Hannes Schuler et Luke R. Grinham.

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Réimpressions et autorisations

Xu, L., Jiang, HB., Yu, JL. et coll. Deux récepteurs odorants régulent le comportement de ponte induit par le 1-octène-3-ol chez la mouche orientale des fruits. Commun Biol 6, 176 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04551-5

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Reçu : 28 août 2022

Accepté : 03 février 2023

Publié: 15 février 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s42003-023-04551-5

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