Modèles complexes de circulation de l'hémolymphe dans les ailes des sauterelles

Communications Biology volume 6, Article number: 313 (2023) Citer cet article

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Les systèmes vivants d'un insecte - circulation, respiration et système nerveux ramifié - s'étendent du corps à l'aile. La circulation de l'hémolymphe dans les ailes est essentielle pour hydrater les tissus et fournir des nutriments aux systèmes vivants tels que les organes sensoriels à travers l'aile. Malgré le rôle critique de la circulation de l'hémolymphe dans le maintien d'une fonction saine des ailes, les ailes sont souvent considérées comme une cuticule «sans vie» et les flux restent largement non quantifiés. La microscopie à fluorescence à grande vitesse et le suivi des particules d'hémolymphe dans les ailes et le corps de la sauterelle Schistocerca americana ont révélé un flux dynamique dans chaque veine des ailes antérieures et postérieures. Le système global forme un circuit, mais le comportement de l'écoulement local est complexe, présentant trois types distincts : l'écoulement pulsatile, apériodique et "fuyant". Les cœurs des ailes thoraciques tirent l'hémolymphe de l'aile à des fréquences plus lentes que le vaisseau dorsal; cependant, la vitesse de retour de l'hémolymphe (dans l'aile postérieure) est plus rapide que dans celle du vaisseau dorsal. Pour caractériser la mécanique d'écoulement interne de l'aile, nous avons cartographié des paramètres d'écoulement sans dimension à travers les ailes, révélant des régimes d'écoulement visqueux. Les ailes soutiennent des comportements d'insectes écologiquement importants tels que la pollinisation et la migration. L'analyse du système circulatoire des ailes fournit un modèle pour les études futures portant sur l'hémodynamique critique nécessaire au maintien de la santé des ailes et du vol des insectes.

Les ailes d'insectes sont souvent considérées comme des cuticules mortes et sans vie, mais une aile fonctionnelle et saine est inextricablement liée à un flux circulatoire actif à l'intérieur1,2,3. L'hémolymphe, le sang d'un insecte, sert à hydrater les tissus, à fournir des nutriments aux systèmes nerveux et respiratoire et à faire circuler les cellules impliquées dans la fonction immunitaire, assurant une fonction physiologique essentielle chez tous les insectes4,5,6. Ces systèmes s'étendent et se ramifient également dans l'aile, nécessitant une alimentation par l'hémolymphe, comme dans le corps7,8. Le flux d'hémolymphe est également impliqué dans le développement des insectes, servant d'outil hydraulique pendant la croissance, la métamorphose, l'éclosion et l'expansion des ailes9,10. À l'intérieur de l'aile elle-même, la circulation de l'hémolymphe est nécessaire aux organes vivants et aux structures sensorielles11, tels que les organes producteurs d'odeurs sur les ailes des lépidoptères8 et des milliers de poils sensoriels répartis sur les ailes des libellules6,12,13. Les tissus structurels intégrés dans les veines des ailes, comme la résiline14,15, dépendent de l'hydratation de l'hémolymphe, conférant à l'aile vivante et mouillée des propriétés mécaniques différentes de celles d'une aile sèche et morte, démontrant le rôle essentiel de la circulation pour le vol des insectes16. En fait, sous la dessiccation, la cuticule des insectes diminue considérablement en ténacité17. Cependant, alors que les propriétés structurelles et aérodynamiques des ailes d'insectes sont relativement bien étudiées18, les systèmes vivants internes des ailes - et le flux qui les alimente - ont été largement ignorés, malgré leur importance cruciale pour l'écologie et l'évolution des insectes.

Certaines grandes tendances concernant la circulation dans les ailes sont bien comprises. À travers 14 ordres d'insectes, il existe deux principaux modèles d'écoulement chez les insectes au repos : l'écoulement détourné (unidirectionnel : semblable à un circuit) et l'écoulement de marée (bidirectionnel : dans toutes les veines à la fois, puis sortant)7,19,20. Les ailes de moustiques, par exemple, présentent un flux détourné dans leurs minuscules ailes millimétriques, entraînées par un cœur d'aile thoracique indépendant qui tire l'hémolymphe de l'aile de manière pulsatile21. Les lépidoptères, en revanche, présentent un flux de marée chez certaines espèces; le papillon géant de l'Atlas (Attacus atlas), avec une envergure de 30 cm, utilise plusieurs cœurs d'ailes thoraciques, des sacs aériens thoraciques et des trachées s'étendant dans les veines pour pousser puis tirer l'hémolymphe à travers toutes les veines des ailes19. Des travaux récents sur des lépidoptères plus petits ont révélé un écoulement de marée chez une espèce (Vanessa cardui) mais un écoulement détourné chez deux autres (Satyrium caryaevorus et Parrhasius m-album) avec des organes producteurs d'odeurs dans leurs ailes8, suggérant que les modèles d'écoulement peuvent fonctionner pour desservir des structures d'ailes spécifiques .

Cependant, les analyses quantitatives de la circulation de l'hémolymphe dans les ailes sont encore rares, en particulier celles identifiant les comportements d'écoulement locaux dans les veines. Des études antérieures se sont concentrées sur les mesures qualitatives ou de débit en vrac chez les insectes au repos12,20,22. Mesurer le mouvement des fluides dans les veines des ailes des insectes est une tâche difficile, même dans une aile immobile1. Au cours de la dernière décennie, l'utilisation accrue de colorants ou de particules fluorescentes injectées et de vidéos à haute vitesse a permis des mesures plus détaillées du débit d'hémolymphe chez les insectes au repos1,12,21,23,24. De tels outils ont révélé que chez le moustique Anopheles gambiae, l'hémolymphe pénètre dans l'aile à une vitesse plus lente (99 μm par seconde), revenant au corps à une vitesse beaucoup plus rapide (458 μm par seconde), soit une différence d'environ 4,5 × 21. Des ressources informatiques accrues ont permis des modèles 3D dynamiques d'écoulement dans les ailes battantes, ce qui suggère que la présence d'hémolymphe réduit les instabilités aérodynamiques comme le flottement25. Récemment, une modélisation expérimentale et analytique combinée a montré que le battement peut induire des flux d'hémolymphe plus rapides dans l'aile que ceux observés pendant le repos12, mais la méthode a entraîné une mortalité élevée et une faible activité chez la majorité des insectes.

De plus, le réseau circulatoire lui-même n'est pas un simple système de canalisations uniformes. La taille des veines peut varier considérablement au sein d'une aile, se rétrécissant à la fois de la base à l'extrémité (sur toute l'envergure) et d'un bord à l'autre (sur la corde), ainsi qu'à travers les espèces, avec un diamètre différant de près de trois ordres de grandeur de 0,5 μm dans les moustiques à 300 μm chez les gros papillons. De plus, certaines régions de l'aile sont alimentées en hémolymphe par des voies qui n'ont pas de structures claires en forme de canal fournies par les veines de l'aile (c'est-à-dire les régions de membrane qui fuient)7,26. Les taches circulaires odorantes dans les ailes des papillons lycaenides (Eumaeini)8, par exemple, peuvent fournir une résistance poreuse à l'écoulement, et le ptérostigma de la libellule, un sinus rectangulaire discret à l'extrémité de l'aile, est censé contenir de grandes quantités de hémolymphe26. De tels éléments augmentent la complexité de la circulation dans l'aile et excluent une modélisation mécanique simple du système. Les modèles fournissent non seulement un aperçu fondamental de la fonction physiologique, mais ils sont également nécessaires pour que l'ingénierie bio-inspirée ou biomimétique produise une microfluidique plus efficace, importante dans un large éventail d'applications, y compris les biocapteurs, les dispositifs d'administration de médicaments et les laboratoires sur mesure. dispositifs à puce27,28,29.

Dans l'ensemble, il y a un manque de compréhension des schémas d'écoulement spécifiques à l'intérieur des veines des ailes et de leur relation avec la géométrie du réseau circulatoire de l'aile. Ce fossé dans les connaissances, entre la description et le flux quantitatif, entrave notre compréhension du rôle important que joue l'hémolymphe dans le comportement des insectes et la fonction saine des ailes.

Ici, nous avons utilisé la microscopie à particules fluorescentes à grande vitesse pour observer, suivre et quantifier la circulation active de l'hémolymphe dans les ailes avant et arrière densément veinées, ainsi que dans le corps des sauterelles d'oiseaux américains vivants et adultes Schistocerca americana au repos. Nous avons choisi cette espèce en raison de son histoire en tant qu'organisme modèle pour les études de vol ; S. americana est connu pour ses dommages à l'agriculture, et ses ailes, et celles qui lui sont étroitement liées, ont été étudiées en termes de biomécanique des ailes, de dommages et de caractéristiques structurelles30,31,32,33. Les spécimens adultes sont de taille intermédiaire et ont une nervation alaire plus complexe et plus dense par rapport aux études précédentes sur la circulation alaire (par exemple, le moustique et la teigne de l'Atlas). En tant qu'espèce de ravageur écologiquement pertinente, S. americana est facilement disponible grâce à des collaborations avec les installations du Département américain de l'agriculture (USDA).

Nous avons étudié deux hypothèses basées sur des connaissances antérieures sur les moustiques, le seul autre insecte pour lequel les débits sont connus21 : (1) l'hémolymphe traverse chaque veine d'un réseau veineux, (2) l'hémolymphe retourne dans le corps par les veines du bord de fuite à une vitesse plus rapide que celui entrant dans l'aile. Compte tenu des nombreuses inconnues concernant la manière dont les structures intégrées dans les modèles d'aile ou de nervation interagissent avec le flux d'hémolymphe, nous avons également exploré deux questions supplémentaires : (3) les modèles de flux changent-ils en fonction de l'emplacement dans l'aile ? et (4) quelle est l'implication de l'écoulement à l'extérieur des veines fermées, dans les sinus structuraux amorphes ? Enfin, nous avons caractérisé la dynamique du comportement variable des fluides en calculant les nombres sans dimension de Reynolds, Womersley et Péclet dans toute l'aile, fournissant un aperçu fondamental des règles physiques qui guident son flux circulatoire.

Structurellement, les ailes des insectes sont composées de veines tubulaires chitineuses et de régions membraneuses fines5. Bien que les veines soient des structures de soutien, elles sont également des extensions des systèmes circulatoire et trachéal ouverts (Fig. 1a), entraînées par des cœurs d'ailes thoraciques qui tirent l'hémolymphe à travers une aile (Fig. 1b). L'hémolymphe hydrate les tissus et les veines contenant les tubes trachéaux (Fig. 1c). Le système trachéal, un réseau ramifié, sert à fournir de l'oxygène directement aux tissus dans tout le corps et les appendices par diffusion et advection (flux en vrac)34. Les branches trachéales s'étendent d'abord dans le tissu alaire pendant le développement des coussinets alaires et peuvent être trouvées dans la plupart des veines alaires adultes, mais pas toutes7,35. On peut également voir des trachées se comprimer sous des impulsions d'hémolymphe (film supplémentaire 3), démontrant un couplage mécanique entre les systèmes circulatoire et respiratoire19. Dans certaines parties de l'aile, les trachées peuvent obstruer le flux (comme dans le film supplémentaire 3), et lorsque le flux d'hémolymphe s'inverse, on peut voir les trachées se dilater.

a Cette caricature présente les deux principaux systèmes de fluides d'un insecte : le système circulatoire ouvert (à gauche) et le système respiratoire fermé (à droite). Dans un système circulatoire ouvert, l'hémolymphe (sang d'insecte) est généralement pompée de l'arrière vers l'avant via un long cœur tubulaire appelé vaisseau dorsal. Des cœurs accessoires (c'est-à-dire des pompes) dans le thorax appelés « cœurs d'aile » pompent le sang de l'aile40. Le système respiratoire d'un insecte est un réseau de tubes trachéaux et de sacs aériens, qui transportent l'oxygène et le dioxyde de carbone directement vers les tissus par advection et diffusion (le schéma est représentatif)34. b Chez S. Americana, les cœurs des ailes thoraciques ont des "conduits de retour" (c'est-à-dire des branches scutellaires) où l'hémolymphe quitte l'aile et retourne au cœur principal. Une coupe transversale à travers le thorax révèle comment ces cœurs d'ailes thoraciques sont situés dorsalement au-dessus du cœur tubulaire principal. c Un exemple de coupe transversale (non proportionnelle) à travers une veine révèle (i) l'hémolymphe, les branches trachéales, les nerfs et la paroi veineuse2. Les vues étendues (ii) et (iii) montrent les branches nerveuses se connectant aux propriocepteurs et comment l'hémolymphe et les tubes trachéaux forment des réseaux à l'intérieur de l'aile. Dessins en b, c inspirés de Pass2,3.

À l'aide de particules fluorescentes à flottabilité neutre et d'une vidéo à haute vitesse, nous avons enregistré des particules circulant en synchronisation avec les hémocytes advectés dans l'aile, à travers les veines du bord de fuite, près de la base de l'aile (Fig. 2a – c, Film supplémentaire 1). Pour quantifier les flux, nous avons utilisé des méthodes de suivi comprenant (1) le suivi automatisé des particules multiparamétriques (Fig. 3a) et (2) le suivi semi-automatisé des particules dans Matlab (DLTdv5)36 pour suivre des centaines de particules à travers l'aile et le corps (~ 800, voir Fig. 1 supplémentaire). Les données de position variant dans le temps de ces particules suivies ont été utilisées pour calculer les vitesses d'écoulement instantanées et identifier les modèles d'écoulement chez les adultes de S. americana au repos (Fig. 2c). La figure 3a montre des exemples de trajectoires d'écoulement et la vitesse instantanée moyenne correspondante de toutes les particules visibles sur une série d'images mesurées dans le temps (pour un individu représentatif). Les mouvements de particules apparaissent généralement plus coordonnés dans les régions où la pulsatilité est dominante (c'est-à-dire la base de l'aile, Fig. 3a, écoulement en vrac), par rapport aux régions où elle n'est pas pulsatile (c'est-à-dire l'extrémité de l'aile, Fig. 3a, écoulement apériodique). Dans les schémas d'aile de la figure 2c, l'emplacement des particules indique la position de départ normalisée du suivi, et le regroupement indique que plusieurs particules ont été suivies dans une région. Sur la figure 2c (en bas), les particules à l'intérieur du corps sont agitées et représentent un emplacement de suivi général.

a Vue du thorax dorsal d'une sauterelle au microscope à fluorescence (à gauche). Des insectes vivants ont été injectés avec des particules fluorescentes à flottabilité neutre. Avant l'imagerie et l'injection de particules, S. americana a été brièvement anesthésié avec du dioxyde de carbone et rapidement retenu avec de la pâte à modeler ; les ailes ont été réparties entre deux lames de verre (la lumière bleue indique la fluorescence). b La vue dorsale indique l'emplacement des cœurs des ailes thoraciques et des conduits de retour dans la pompe cardiaque des ailes. Le vaisseau dorsal domine le pompage de l'hémolymphe dans un insecte, mais ne peut pas faire circuler l'hémolymphe dans les ailes sans l'aide des cœurs des ailes thoraciques, qui pompent l'hémolymphe de l'aile. c Carte des ailes (coordonnées normalisées) de toutes les particules (500 au total) suivies et quantifiées sur 8 sauterelles adultes dans les ailes antérieures et postérieures (16 ailes au total). Carte corporelle des particules mesurées (300 au total) à travers le corps.

a Nous avons utilisé le suivi multiparamétrique des particules pour détecter le mouvement en vrac des particules, ce qui permet le suivi d'un grand nombre de particules. Le flux près de la base de l'aile (flux en vrac) montre une pulsatilité distincte (entre les individus), alors que dans des régions telles que le bout de l'aile (région du treillis), le flux traverse plus de jonctions et les modèles sont moins périodiques (les sauts apériodiques indiquent un déplacement entre les veines croisées à long veines). Ces exemples de tracés montrent la vitesse verticale (composante y) pour des centaines de particules dans une région pour un individu représentatif (en haut et en bas). b Les mesures des ailes ont été classées en cinq régions (à gauche) en fonction de l'emplacement et de la structure des veines : (1) bord d'attaque (rose, costa à subcosta), (2) membrane (rouge, subcosta à radius), (3) extrémité de l'aile (foncé bleu, secteur radial à medius), (4), réseau (jaune, medius à post cubitus) et (5) bord de fuite (vert clair, post cubitus à région vannale). Les étiquettes suivent la nomenclature des veines longues (les veines courtes sont généralement sans nom). c Le flux global dans l'aile s'est avéré être détourné, où l'hémolymphe s'est déplacée dans l'aile par les veines C, Sc et R, et hors de l'aile par les veines Cu et V37. d Suite aux dessins d'ailes d'Arnold (1964)7, les vecteurs dessinés à la main représentent le comportement de l'hémolymphe (basé sur l'analyse de suivi). Le suivi des particules fluorescentes révèle que le flux se comporte selon trois modes : pulsatile (flèche à double tête), fuyant (flèche courbe) et apériodique (flèche droite). Exemples de nervation de l'aile antérieure (i.–v.) et de l'aile postérieure (vi.–x.) dans chacune des cinq régions. Nervures des ailes : C—costa, Sc—subcosta, R—rayon, Rs—secteur du rayon, M—médius, Cu—cubitus, PCu—post cubitus, V—vannal.

L'aile antérieure des sauterelles, le tegmen, est une structure épaisse et semi-cuir qui recouvre la plus grande aile postérieure (surface 2,5 fois plus grande), qui est repliée comme un éventail ondulé sous l'aile antérieure lorsque l'insecte est au repos37. Les deux ailes sont densément veinées et contiennent des veines longitudinales s'étendant de la base à l'extrémité, qui sont interconnectées par de nombreuses veines transversales plus courtes (Fig. 3b). Particulièrement près de la base de l'aile dans la région du bord d'attaque de l'aile antérieure, les veines des ailes ne sont pas uniformément circulaires en coupe transversale, mais semblent aplaties et peu profondes, interconnectées par de nombreuses veines transversales en forme de S. Les particules de cette région ont été enregistrées circulant le long des hémocytes (Supplémentaire Film 1).

Nous avons confirmé que l'hémolymphe traverse toutes les veines, y compris les veines transversales et certaines zones de la membrane de l'aile, dans le réseau des ailes de la sauterelle (Films supplémentaires 1 à 6), même jusqu'aux bords des ailes, où les veines sont les plus susceptibles d'être endommagées38 (Fig. 3c, d).

La structure et le motif des veines à travers l'aile influencent la façon dont l'hémolymphe se déplace à travers l'aile. Étant donné que les interactions structure-écoulement des ailes n'ont pas été étudiées auparavant, nous avons identifié cinq régions d'ailes distinctes en fonction des similitudes structurelles entre les ailes, au sein desquelles nous avons évalué les caractéristiques d'écoulement locales (Fig. 3b). Ces régions comprennent les éléments suivants : (1) bord d'attaque (veines de plus grand diamètre), (2) membrane (un grand sinus présent entre les couches d'ailes près du bord d'attaque), (3) bout d'aile (petit diamètre, veines fortement interconnectées), ( 4) réseau (principalement des veines connectées orthogonalement) et (5) bord de fuite (veines de plus grand diamètre) (Fig. 3b – d).

Pour analyser la vitesse de l'hémolymphe à différents endroits, nous avons calculé les vitesses instantanées maximale et médiane des particules dans les cinq régions des ailes (Fig. 4a, b, voir les méthodes de calcul et la Fig. 1 supplémentaire). Dans l'ensemble, les vitesses d'écoulement sont plus élevées dans l'aile postérieure (Fig. 4a). Dans chaque aile, les vitesses d'écoulement de pointe les plus élevées se produisent dans les régions proches de la base de l'aile; dans l'aile antérieure et postérieure, les vitesses maximales les plus élevées se produisent dans la région du bord de fuite (où les cœurs thoraciques des ailes tirent l'hémolymphe hors de l'aile à travers la branche scutellaire et le cordon auxiliaire). Les vitesses d'écoulement médianes ont également été calculées pour caractériser les vitesses d'écoulement typiques ; ces valeurs montrent des tendances similaires (Fig. 4b), mais avec de plus petites différences entre les régions (Fig. 1 supplémentaire).

a et b Vitesses maximale et médiane par région d'aile. Des flux plus rapides se produisent dans le bord de fuite de l'aile antérieure et le bord d'attaque de l'aile postérieure. c Rayon veineux moyen par région (n = 25 rayons veineux mesurés et moyenne prise). d Nombre moyen de Péclet pour chaque région, où le coefficient de diffusion, DO2, correspond à l'oxygène dans l'eau. e La fréquence moyenne des impulsions, calculée par un certain nombre de pics de vitesse dans le temps (à droite de e), augmente sur le front descendant. f Le nombre de Reynolds moyen, inertiel aux forces visqueuses, décrit un régime d'écoulement visqueux dans toutes les régions (1<). g Nombre moyen de Womersley, pulsatilité aux écoulements visqueux, décrit un écoulement similaire aux veinules42. Les trajectoires des particules ont été placées sur un système de coordonnées d'aile normalisé (n = 8 sauterelles individuelles et 500 particules numérisées).

Structurellement, les veines des régions des bords d'attaque et de fuite des ailes antérieure et postérieure ont un diamètre plus large que celles des régions de pointe, de réseau et de membrane. Au bout de l'aile, l'écoulement suit la veine périphérique et commence à descendre la corde de l'aile dans les régions du treillis et du bord de fuite. Dans les ailes antérieures et postérieures, le flux d'hémolymphe ralentit considérablement dans la région du bout de l'aile (Fig. 4a, b) et augmente à nouveau dans la région du bord de fuite. Dans l'aile postérieure, les veines anales en forme d'éventail dans la région du bord de fuite servent de longs conduits (avec moins de jonctions à traverser) qui alimentent tous le même conduit de retour (c'est-à-dire le cordon auxiliaire), où le flux est extrait par le thoracique postérieur. cœur de l'aile (Fig. 2b, Film supplémentaire 6).

Bien que l'écoulement en vrac dans les ailes de sauterelle puisse être décrit comme un circuit à sens unique, l'hémolymphe entrant par les veines du bord d'attaque et sortant par les veines du bord de fuite (Fig. 3c, Films supplémentaires 1 et 6), les comportements d'écoulement locaux dans les veines sont complexes et variable dans le temps. L'hémolymphe ne voyage pas le long de voies simples et prédéterminées à travers l'aile, mais peut plutôt afficher l'un des nombreux comportements d'écoulement locaux à n'importe quelle jonction veineuse donnée, à un moment donné (Fig. 3d). Plus précisément, tout en mesurant et en suivant la circulation active de l'hémolymphe dans chaque veine des ailes antérieure et postérieure, nous avons observé trois comportements de flux locaux distincts : flux pulsatile, apériodique ou qui fuit (films supplémentaires 1 à 6), décrits en détail ci-dessous. Des combinaisons des types de comportements d'écoulement peuvent être trouvées dans de nombreuses régions des ailes, et l'apparition de certains comportements locaux semble être fonction de la proximité du corps et de ses organes de pompage associés (Fig. 3d).

L'hémolymphe est pompée hors de l'aile antérieure et de l'aile postérieure près du bord de fuite par le cœur de l'aile thoracique respective de chaque aile (Fig. 2b, Film supplémentaire 8), et l'hémolymphe s'écoule dans l'aile depuis l'espace thoracique, entrant par les plus grandes veines du bord d'attaque, le costa, subcosta et rayon. Ces flux thoraciques sont également influencés par la respiration des sacs aériens thoraciques. Dans l'ensemble, il existe un schéma d'écoulement détourné dans les ailes antérieures et postérieures (Fig. 3c). À l'intérieur de l'aile, l'hémolymphe circule plus rapidement dans les régions proches du corps et plus lentement dans les régions vers l'extrémité de l'aile. Ces vitesses plus élevées peuvent refléter la proximité des principaux organes de pompage, ou peut-être refléter des exigences fonctionnelles pour une plus grande hydratation au niveau de la charnière de l'aile, en corrélation avec les épaisses couches de résiline39.

Ce modèle de flux circulatoire est similaire à celui observé chez les moustiques21. Cependant, l'amplitude relative entre l'afflux (dans l'aile) et l'écoulement (retour au corps) est beaucoup moins asymétrique. Les vitesses d'écoulement maximales dans ces ailes de sauterelles varient de 0, 5 à 2, 6 mm / s (Fig. 4a) avec des rapports d'entrée et de sortie d'aile de 1, 5 et 1, 3 dans les ailes antérieure et postérieure. Comparativement, le rapport entrée/sortie du débit est de 4,6 chez le moustique (A. gambiae) au repos, où la différence peut être liée à la structure du cœur de l'aile thoracique : chez les moustiques, le cœur de l'aile thoracique est détaché du vaisseau dorsal21, et fonctionne à une fréquence indépendante de 3 Hz, alors que, chez les sauterelles, les cœurs des ailes thoraciques existent sous forme de tissu de vaisseau dorsal modifié, attaché, juste au-dessus du vaisseau dorsal (Fig. 1b)40. Dans l'ensemble, le retour de l'hémolymphe vers le corps est beaucoup plus rapide chez les moustiques que chez les sauterelles.

Le flux est pulsatile dans une grande partie de l'aile (films supplémentaires 2 et 6), les particules pulsant vers l'avant puis s'arrêtant ou inversant leur direction sur une distance plus courte (0,21–0,81 Hz, Fig. 4e). En conséquence, l'hémolymphe peut se déplacer dans deux directions alternatives ou plus à de nombreuses jonctions veineuses, et le flux peut apparaître maréal dans certaines veines plus petites (Supplémentaire Film 5). Dans de nombreuses ailes d'insectes, les nervures du bord d'attaque ont un diamètre relativement plus grand et ont tendance à diminuer sur l'envergure et la corde (c'est-à-dire sur la longueur et la largeur de l'aile). Nous avons constaté que la pulsatilité domine le mouvement de l'hémolymphe dans le bord d'attaque et les bords de fuite des ailes antérieures et postérieures, où les veines ont un diamètre plus grand (170–250 μm que dans les régions de pointe et de réseau de l'aile). Approximativement en synchronisation avec la fréquence des impulsions cardiaques de l'aile antérieure de 0,64 Hz, le flux moyen d'hémolymphe dans les impulsions de l'aile antérieure d'environ 0,56 Hz d'avant en arrière dans les veines (5c, Film supplémentaire 8), avec un mouvement net se dirigeant finalement vers le bout de l'aile et vers le bas à travers la croix -veines. La pulsation au niveau de la charnière de l'aile est irrégulière et sujette à la respiration des sacs aériens thoraciques et n'est pas alignée avec la pulsatilité de l'aile en raison des contraintes de débit dans le réseau veineux. La fréquence d'impulsion (c'est-à-dire la « pulsatilité ») indique les changements cycliques de la vitesse de l'hémolymphe, quantifiés en comptant les pics de vitesse dans une trace de vitesse (voir la section « Méthodes »). Comme nous n'avons pas mesuré directement la contraction cardiaque dorsale ou alaire, nous ne sommes pas en mesure de tirer des conclusions sur les corrélations entre la pulsatilité du flux dans les veines alaires et les cycles de course exacts de ces pompes.

L'écoulement apériodique se produit lorsque les particules se déplacent dans une direction en continu (sans s'arrêter); la vitesse peut augmenter et diminuer en synchronisation avec la pulsation de l'hémolymphe, mais les particules ne s'arrêtent jamais complètement (Fig. 3a). Nous avons observé un écoulement apériodique, ainsi qu'un écoulement pulsatile, dans les trois autres régions d'aile - les régions de bout d'aile, de réseau et de bord de fuite (films supplémentaires 4 à 6) (Fig. 3d, iii/viii, iv/ix et v /X). La pulsation a tendance à être amortie dans les régions du bout de l'aile et du treillis, le flux se déplaçant plus souvent de manière continue vers le bord de fuite, tandis que le flux pulsatile est plus courant dans la région du bord de fuite des ailes antérieures et postérieures, où l'hémolymphe est pompée. de l'aile.

L'écoulement qui fuit, un comportement d'écoulement dans les ailes d'insectes qui a été noté qualitativement auparavant26 mais non quantifié, se produit lorsque les particules sortent des veines des ailes et pénètrent dans une région membraneuse adjacente (une grande région de sinus), refluant finalement dans les veines qui entourent le sinus (Films supplémentaires 2 et 3). Dans la région "membranaire" de l'aile (Fig. 3b, d, ii/vii), présente aux environ des deux tiers de l'envergure de l'aile et vers le bord d'attaque, l'hémolymphe s'écoule des veines du bord d'attaque (costa, subcosta, et radius) et dans le sinus membraneux en forme de poche (Films supplémentaires 2 et 3). L'hémolymphe s'accumule dans cette membrane-sinus du pseudo-stigmate dans les deux ailes (films supplémentaires 2 et 3), alimentée par l'étanchéité des veines. Tout en présentant un « type » de flux, ce terme reflète également la façon dont les régions diffèrent structurellement. Toutes les parties de l'aile ne permettent pas un écoulement qui fuit (c'est-à-dire un écoulement dans la membrane), et cela dépend de la structure de la veine et du fait qu'elle soit entièrement tubulaire ou peu profonde, en forme de U ou qu'elle ait des pores pour permettre les fuites (Supplementary Movies 2 et 3). Cependant, des comportements pulsatiles et apériodiques peuvent se produire dans les régions qui fuient (Fig. 3d, i/vi et ii/vii, Films supplémentaires 1–3). Les particules se déplaçant de la veine à la membrane dans cette région présentaient des vitesses similaires à celles des veines tubulaires du bord d'attaque.

Des fuites se produisent également dans les pseudo-stigmates de certaines autres ailes d'insectes26. On pense que ces "faux sinus" sont des régions d'importance aérodynamique potentielle, où la masse supplémentaire dans le bord d'attaque peut agir comme un "régulateur inertiel" du pas de l'aile pendant le vol avec battement26,41. La fuite n'est pas limitée aux pseudo-stigmates et peut également être présente dans les tegmen coriaces ou les élytres (c'est-à-dire les ailes antérieures modifiées des coléoptères), où les veines tubulaires sont absentes d'une grande partie de l'aile7. En revanche, les libellules présentent un "vrai" sinus sous la forme du ptérostigma, un morceau de cuticule rectangulaire épaissi près du bord d'attaque de l'aile, qui forme un sinus où l'hémolymphe s'accumule.

Une aile d'insecte est essentiellement un dispositif microfluidique, triant les hémocytes et d'autres facteurs d'hémolymphe dans toute l'aile. Pour comprendre son efficacité et ses applications potentielles aux dispositifs bioinspirés, nous avons calculé plusieurs paramètres de flux sans dimension clés. Nous avons caractérisé les régimes d'écoulement dans les régions des ailes en calculant les nombres sans dimension suivants par trajectoire de particule, puis avons présenté les moyennes par région : nombre de Péclet (Pe, le rapport du transport advectif au transport diffusif ; Fig. 4d), nombre de Reynolds (Re, rapport du transport inertiel aux écoulements visqueux ; Fig. 4f) et le nombre de Womersley (Wo, le rapport de la pulsatilité par rapport aux effets de viscosité ; Fig. 4g). Enfin, nous avons mesuré la fréquence des impulsions (Fig. 4e) en tant que mesure du pompage (bien que le pompage n'ait pas été mesuré directement) pour caractériser la pulsatilité des flux.

Pe (Fig. 4d) est d'amplitude similaire entre les régions des ailes, à l'exception du bord de fuite de l'aile antérieure, où il est légèrement plus haut, et du bout de l'aile, où il est proche de 1. Fréquence d'impulsion (Fig. 4e), mesuré comme le nombre de pics de vitesse au fil du temps, est le plus élevé dans les régions de l'aile où le flux revient vers le corps, comme la région du bord de fuite (0,04 et 0,03 Hz). Re (Fig. 4f) est similaire entre les régions des ailes, mais dans la région du bord de fuite de l'aile postérieure, il augmente de près d'un ordre de grandeur (Re le plus bas - 0,01 au Re le plus élevé - 0,09) où l'hémolymphe est renvoyée dans le corps. Ici, le flux est dominé par des effets visqueux, et cette augmentation par rapport au reste de l'aile souligne l'importance des organes de pompage thoraciques dans la conduite de la circulation de l'aile. Wo (Fig. 4g) est similaire dans toutes les régions de l'aile, à l'exception d'une diminution notable du bout de l'aile, où le flux et la pulsatilité ont tendance à ralentir (Fig. 5g). Comparé au corps humain, le flux d'hémolymphe dans les deux ailes a un Wo similaire aux artérioles et aux veinules42.

a–c Moyennes des vitesses instantanées maximales des particules, des vitesses médianes instantanées et des fréquences d'impulsions à travers le corps et les ailes, ainsi que des tracés en boîte et à moustaches (médiane en orange) des données de particules (voir la section "Méthodes" pour le calcul). En a et b, les flux sont plus rapides dans le corps que dans les ailes. c La fréquence moyenne des impulsions (telle que calculée sur la Fig. 4e) montre que le pompage est le plus élevé dans le vaisseau dorsal à 2, 1 Hz, par rapport à la branche scutellaire (SCUT) à 0, 64 Hz (conduit de retour pour le flux) et les zones des ailes qui ont des fréquences similaires. FW-HGE indique des flux thoraciques près de la charnière de l'aile postérieure. Barre d'échelle—5 mm. Pour chaque case, la marque centrale est la médiane et les bords inférieur/supérieur indiquent les 25e et 75e centiles. Les moustaches s'étendent à des points de données extrêmes (n = 8 sauterelles individuelles et 500 particules numérisées dans les ailes, 300 particules dans le corps).

Les vitesses d'écoulement mesurées dans le thorax et le reste du corps étaient beaucoup plus rapides que celles dans les ailes (Fig. 5). Les flux dans le thorax près de la charnière de l'aile (c'est-à-dire FW et HW HGE) étaient irréguliers, avec un mélange d'hémolymphe entrante avec l'hémolymphe dans la cavité thoracique. La connexion entre la charnière et l'entrée dans les conduits veineux de l'aile est complexe, le débit étant probablement influencé par les sacs aériens thoraciques (d'où également une différence de fréquence des impulsions). Cela se reflète dans les vitesses élevées de 1,8 et 2,5 mm/s observées dans les régions charnières des ailes (Fig. 5a). Le vaisseau dorsal et les branches scutellaires (Fig. 2b, Film supplémentaire 7) affichaient tous deux des vitesses d'écoulement significativement plus élevées (Fig. 5a, b) que celles mesurées dans la charnière de l'aile antérieure, postérieure ou postérieure (test t apparié, P <0, 001) . Les vitesses d'écoulement dans l'abdomen étaient également plus élevées que celles dans l'aile antérieure, l'aile postérieure et la charnière de l'aile postérieure, tandis que les écoulements dans le pronotum (un collier protecteur) n'étaient pas statistiquement différents des autres régions échantillonnées, à l'exception de la branche scutellaire (test t apparié , P < 0,05).

En raison du rôle que jouent les organes de pompage dans la conduite du flux d'hémolymphe, les différences de fréquence des impulsions (c'est-à-dire la pulsatilité) entre les régions échantillonnées du corps et des ailes sont similaires aux tendances observées dans la vitesse du flux (Fig. 5c). Nous avons mesuré une fréquence d'impulsion moyenne de 2,1 Hz dans le vaisseau dorsal, ce qui est environ 3 fois plus élevé que la fréquence d'impulsion de 0,64 Hz mesurée dans les conduits de retour de l'aile (branches scutellaires). Cette fréquence de retour est un peu plus élevée que les fréquences de pompage des vaisseaux dorsaux précédemment mesurées chez Schistocerca (0,92 Hz)43, mais les fréquences cardiaques chez les insectes peuvent varier en fonction d'autres facteurs tels que la température, la taille du corps et le fait que l'insecte est retenu avec les ailes déployées, de sorte que les comparaisons directes entre les études ne sont pas justifiées. Les fréquences d'impulsion (c'est-à-dire la fréquence de pompage) de la branche scutellaire, des charnières des ailes et des ailes ne sont pas sensiblement différentes (Fig. 5c, test t apparié). La similitude des pulsations de l'hémolymphe entre ces régions est également confirmée par des valeurs de Womersley similaires calculées pour les régions des ailes antérieures et postérieures près des charnières (Fig. 4g). Les moyennes entre les ailes peuvent indiquer plus sur la structure que sur la proximité du pompage ; l'aile postérieure a des conduits veineux plus grands et plus longs que les nombreuses veines transversales de l'aile antérieure.

Nos résultats montrent qu'au niveau local, l'hémolymphe circule dans toutes les veines de l'aile, même les plus petites veines transversales, et est identifiable à trois types différents de comportements de flux locaux : flux pulsatile, apériodique et qui fuit. Avec un écoulement qui fuit, nous avons découvert une caractéristique surprenante dans la région pseudo-stigmate de l'aile, où l'hémolymphe s'écoule et se déplace à partir de veines longitudinales plus larges, se regroupant dans les sinus membranaires (Films supplémentaires 2 et 3). Il s'agit du premier travail à étayer la preuve qualitative faite par Arnold en 1963 du flux de pseudoostigmas chez les insectes26. Malgré le schéma simple d'écoulement détourné dans toute l'aile, les comportements d'écoulement locaux dans les veines individuelles sont complexes et varient dans le temps et sont présents dans différentes combinaisons dans chaque région de l'aile. Un itinéraire détourné complexe conduit à une question critique : ces modèles de flux locaux sont-ils efficaces pour transporter l'hémolymphe ? L'utilisation de "efficace" nécessite une distinction. Premièrement, ces mesures ont été effectuées dans des ailes au repos; les modèles de flux peuvent être complètement différents en vol (voir Wang et al., 202112). Deuxièmement, l'efficacité dépend de relations physiologiques complexes telles que la relation entre le flux et le système nerveux de l'aile, ou le flux et l'augmentation de la respiration. L'exploration de ces relations dans d'autres expériences pourrait expliquer comment les systèmes circulatoires des ailes diffèrent entre les insectes et comment l'efficacité peut varier entre les insectes ayant des besoins sensoriels différents (c'est-à-dire des insectes incapables de voler mais ailés).

Des études futures intégrant la tomographie à rayons X à haute résolution pour visualiser les tissus veineux internes avec des détails sans précédent1 permettraient des mesures physiques précises de la structure veineuse qui pourraient être utilisées pour modéliser plus précisément le réseau morphologique. Plus précisément, le réseau trachéal dans les veines ne s'étend pas à toutes les veines, mais lorsqu'il est présent, sa compression et son regonflement devraient influencer la circulation de l'hémolymphe. Certains ordres d'insectes, tels que les lépidoptères, utilisent l'expansion trachéale pour favoriser le flux de marée de l'hémolymphe dans et hors des ailes, qui n'a également été mesuré que chez les lépidoptères19. Récemment, Tsai et ses collègues ont mesuré le changement de largeur du canal dans la veine à mesure que les trachées se dilataient et se contractaient cycliquement8. Il convient de noter que les particules et les hémocytes se coincent sur les tissus et que les trachées peuvent inhiber le flux (voir les films supplémentaires 3 et 7 pour des exemples), ce qui suggère une enquête plus approfondie sur le couplage du système. Des travaux futurs combinant la microscopie fluorescente avec l'électromyographie, les capteurs de pression et le suivi de l'expansion/compression trachéale permettraient une modélisation plus complète de la circulation pour tester les hypothèses de couplage respiratoire-circulatoire44.

De plus, on sait peu de choses sur la façon dont les différences de taille corporelle, qui s'étendent sur plusieurs ordres de grandeur entre les espèces d'insectes, et la variation tout aussi importante des stratégies d'histoire de vie et des comportements de vol, peuvent affecter les modèles de flux d'hémolymphe dans les ailes. Par exemple, un insecte migrateur tel qu'un papillon monarque, qui glisse souvent le long des courants d'air et doit maximiser son efficacité énergétique pour parcourir de longues distances sans se nourrir, peut plutôt bénéficier de flux d'hémolymphe plus lents, qui nécessitent moins de pompage actif. De plus, les vitesses d'écoulement sont susceptibles de varier considérablement au sein des ordres d'insectes tels que les lépidoptères, qui présentent de grandes variations de taille corporelle et de nervation.

En vol, l'hémolymphe peut jouer un autre rôle fonctionnel ; le battement induit une circulation plus rapide de l'hémolymphe dans l'aile12. Potentiellement, le vol battant peut influencer l'efficacité du circuit, car il accélère la vitesse à laquelle l'hémolymphe atteint le bout de l'aile (voir Wang et al., 2021)12. Dans l'état actuel des choses, le flux d'hémolymphe dans les régions fortement pulsatiles observées les plus proches de la charnière de l'aile peut ne pas se déplacer aussi rapidement chez les sauterelles que si l'animal se déplace. Les individus du genre Schistocerca utilisent un "effet parapluie" pendant le vol, dans lequel les ailes antérieures et postérieures battent en antiphase et les ailes postérieures ondulées gonflent, se déformant de manière flexible avec chaque battement d'aile45,46. Leur région pseudo-stigmate se déforme également dans ce mouvement dynamique et met probablement le fluide sous pression de chaque côté des lignes de flexion. Ainsi, ce mouvement dynamique, similaire aux mesures de Wang et al. (2021) chez les libellules12, déplace probablement plus rapidement l'hémolymphe dans tout le circuit. Alors, quel est le rôle de ce fluide dans le vol battant par rapport au vol plané ? Le battement induit-il de la pulsatilité partout sur l'aile ? Comment les comportements d'écoulement locaux changent-ils lorsque les veines se déforment et se plient ? Il est probable que le comportement mécanique des ailes d'insectes soit façonné non seulement par les propriétés matérielles de l'aile et le motif des veines de soutien des ailes, mais aussi par la présence, et peut-être le mouvement, de l'hémolymphe dans les veines.

Essentiellement, une aile d'insecte peut être considérée comme un dispositif microfluidique à corps mou, composé de fines membranes et de tubes, qui se développe au fil du temps et change de forme dynamiquement, à la fois pendant la métamorphose et à l'âge adulte (en particulier chez les espèces où les ailes adultes peuvent se replier). D'où l'importance de caractériser ce réseau par un ensemble de paramètres d'écoulement sans dimension. Les ailes des insectes sont déployées lors de la mue9 avec les réseaux de nervation des ailes intacts, un processus qui pourrait inspirer de nouvelles technologies dans le domaine de la microfluidique47. Au cours de la métamorphose, l'aile adulte devient complètement formée, mais elle reste pliée en une structure complexe semblable à un origami qui doit être déployée hydrauliquement pendant l'éclosion. Ce processus actif, qui dure environ 40 à 60 minutes chez de nombreux insectes, repose sur le réseau de veines tubulaires des ailes pour pressuriser l'aile avec l'hémolymphe10. On sait relativement peu de choses sur les divers mécanismes impliqués dans ce processus (en dehors de la drosophile)2, mais les applications potentielles d'une meilleure compréhension de l'expansion des ailes s'étendent des petits dispositifs biomédicaux aux grands panneaux solaires satellites à déploiement autonome.

Chaque comportement de vol effectué par les insectes ailés, de la prédation à la pollinisation, repose sur des ailes fonctionnelles. À une époque de déclin massif des populations d'insectes et de leur diversité en raison de l'industrialisation, du changement climatique et des maladies, des enquêtes supplémentaires sur les réseaux vivants au sein des ailes d'insectes complexes mais fragiles ne feront que profiter à notre compréhension du rôle unique que jouent ces structures, et les pressions externes qui peuvent affecter leur capacité à fonctionner correctement.

Les nymphes (2e à 4e stades) obtenues auprès de l'USDA (Sydney, Montana) ont été maintenues à 30–35 ° C (cycle lumineux de 16: 8 h) et élevées conformément aux permis USDA Aphis (#: P526P-16-04590). Une fois les nymphes enfermées, les adultes ont été placés dans un enclos séparé. Les adultes étaient régulièrement nourris de laitue romaine, qui fournissait à la fois de la nourriture et de l'eau.

Pour se préparer à la microscopie à fluorescence, S. americana adulte a été brièvement anesthésié avec du dioxyde de carbone et placé face ventrale vers le haut. À l'aide d'une épingle à insectes, un petit trou a été percé (~ 0,1 mm2) dans le deuxième ou le troisième segment abdominal. 6 à 10 μl d'un mélange de particules vertes fluorescentes (Thermo Scientific ; densité, 1,05 g/cm3 ; fluorescence, 589 nm) ont été injectés à l'aide d'une seringue en verre de 2,5 μm (Hamilton Co., modèle de seringue n° 62, Réf. 87942, Reno, NV) avec un tube capillaire en borosilicate tiré comme aiguille (Fig. 2a). Ce mélange contenait des particules de polystyrène à flottabilité neutre de tailles 3 et 6 μm.

Le mélange a permis d'observer l'écoulement à la fois aux grandes et aux petites distances focales (Fig. 2). Après l'injection, S. americana a été rapidement retenu avec de la pâte à modeler, permettant à l'insecte vivant de rester au repos sans bouger ni s'automutiler. Les ailes antérieures et postérieures ont été déployées et prises en sandwich entre deux lames de verre (7, 5 × 5 cm) dans une position plane, ce qui simulait une posture de vol en extension des ailes et permettait de visualiser le flux d'hémolymphe (Fig. 2). En raison du système circulatoire ouvert de l'insecte (Fig. 1b, c), les particules injectées s'écoulaient facilement avec l'hémolymphe et ont été observées entrant et sortant des organes de pompage, du corps et des appendices21. Étant donné que certaines particules se sont collées sur les tissus du corps et des ailes, nous n'avons mesuré que les particules qui se déplaçaient clairement librement avec le flux, ce qui peut également être vu se déplacer avec les hémocytes (film supplémentaire 1). Nous avons mesuré les particules ralentissant et celles qui ont inversé la direction, reflétant la pulsatilité dans le flux. Pour éviter de stresser indûment une sauterelle, des expériences ont été réalisées 5 à 10 min après l'injection de particules, pendant 3 à 4 h.

Le mouvement des particules a été capturé chez huit S. americana adultes (âgés d'environ 3 à 5 mois) sur un microscope à fluorescence (Zeiss AxioZoom V16 Zoom, utilisant le logiciel Zeiss) au Harvard Center for Biological Imaging (Cambridge, MA). En raison des contraintes focales, de la taille des particules et de la clarté de la nervation, pas plus d'un tiers de l'aile ne pouvait être visualisé à la fois (~ 300 mm2 pour l'aile postérieure et 10 à 50 mm2 pour l'aile antérieure). Ainsi, les films ont été capturés en mosaïque sur l'envergure et la corde de l'aile (Fig. 2c), imagés séquentiellement de la base de l'aile au bout de l'aile. En théorie, une particule pouvait être suivie de la charnière de l'aile au bout de l'aile et inversement, mais en pratique, la visibilité, la fréquence d'images et le temps d'enregistrement des fichiers limitaient la distance de suivi des particules individuelles à des sections plus petites de l'aile. Les fréquences d'images variaient de 10 à 100 images par seconde, où des fréquences d'images plus élevées étaient nécessaires pour résoudre un écoulement rapide au niveau du cœur des ailes et des veines du bord d'attaque.

La position instantanée d'environ 800 particules à partir de 228 enregistrements de 8 sauterelles adultes individuelles a été identifiée et quantifiée pour les calculs de vitesse. L'aile était divisée en sections : bord d'attaque, membrane, bout d'aile, treillis et bord de fuite. Celles-ci étaient basées sur la disposition des veines et permettaient de faire la moyenne des données pour des régions spécifiques des ailes. La région membranaire existe dans le bord d'attaque mais est structurellement remarquable en raison de la concentration d'hémolymphe dans ce sinus membranaire. Nous avons utilisé deux méthodes pour suivre les particules. Tout d'abord, un suivi manuel et semi-automatisé a été effectué à l'aide d'un programme de suivi de points basé sur MATLAB (DLTdv5)36. Deuxièmement, nous avons utilisé des algorithmes de suivi de particules multiparamétriques personnalisés adaptés de travaux antérieurs48,49,50,51. La soustraction de fond a d'abord été appliquée à chaque image de la série chronologique pour traiter les faibles rapports de contraste et compenser les niveaux d'éclairage spatiaux inégaux. Un ajustement d'intensité linéaire par image a été appliqué, de sorte que 1% du total des pixels étaient saturés, ce qui tient compte de la décroissance temporelle de la fluorescence due au photoblanchiment. Une matrice hessienne locale de l'intensité a été calculée pour chaque pixel, et les particules ont été marquées par des valeurs λ2 négatives dans les cartes propres hessiennes. Une procédure d'érosion dynamique avec un seuil adaptatif a été utilisée pour identifier chaque pic d'intensité de toutes les particules analysées. Par la suite, une procédure de dilatation a été utilisée pour élargir les limites des pics identifiés jusqu'à ce qu'elle capture la limite du parcours de chaque particule. Enfin, la segmentation grossière a été mappée à la résolution d'origine et affinée. L'expansion de raffinage s'est arrêtée soit lorsque l'intensité du pixel est tombée en dessous de 25 % de l'intensité maximale dans la particule, soit lorsqu'elle a rencontré les bords détectés par un filtre Canny52. Cet algorithme identifie la correspondance la plus probable entre les particules en prenant en considération les caractéristiques de chaque particule (luminosité, surface, diamètre et orientation) en plus du critère classique du plus proche voisin comme paramètres de suivi. Les données de flux et tous les films de données correspondants sont disponibles sur demande.

Les trajectoires des particules ont été identifiées, placées sur un système de coordonnées d'aile normalisé et classées en cinq régions d'aile (Fig. 3b, c) et régions principales du corps (Fig. 2c). Les trajectoires avec moins de 25 points de données ont été supprimées de l'ensemble de données principal. Les données de vitesse ont été lissées dans MATLAB à l'aide d'une fonction de moyenne mobile (Matlab movmean) avec une longueur de fenêtre de 5. Dans les cinq régions de l'aile (Fig. 4), vitesse instantanée (max et médiane), rayons moyens des veines, fréquence d'impulsion, Péclet le nombre, le nombre de Reynolds, la fréquence du pouls et le nombre de Womersley ont été calculés. La vitesse instantanée (Vinstant, mm/s) quantifie la vitesse à laquelle les particules se sont déplacées dans une région ; les vitesses maximale et médiane ont également été calculées pour montrer une plage de mouvement des particules (sur un temps instantané). Le rayon des veines a été déterminé en prenant une moyenne de 25 diamètres de veines dans une région d'aile. La fréquence d'impulsion (f, Hz) mesure la pulsatilité du débit, où le nombre de pics dans une trace de vitesse (au fil du temps) a été utilisé comme indication de la périodicité (voir l'exemple de tracé sur la Fig. 4e). Pour identifier les pics, les traces de vitesse ont été normalisées par la vitesse maximale, puis les pics ont été détectés à l'aide de la fonction MATLAB findpeaks et d'une valeur seuil de 0,3, qui a capturé la pulsatilité la plus apparente. Le nombre de Péclet reflète le rapport des écoulements visqueux au transport diffusif. Le nombre de Reynolds indique le rapport des forces inertielles aux forces fluides visqueuses. Le nombre de Womersley détecte la pertinence de la pulsatilité pour les effets visqueux dans un écoulement. Les équations utilisées sont les suivantes :

où les points (xi,yi) et (xi+1,yi+1) sont les points de trajectoire instantanée par lesquels passe une particule donnée, timei est l'intervalle de temps instantané en secondes, ρ est la densité de l'eau, μ est la viscosité dynamique d'eau, r est le rayon moyen par région d'aile (valeurs trouvées dans le code en ligne), f est la fréquence moyenne des impulsions par région d'aile et DO2 est le coefficient de diffusion de l'oxygène dans l'eau à 0,000018*(1*10−4). Pour la viscosité dynamique de l'hémolymphe, nous avons utilisé 0,0010518 Pa·s à 18 °C.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Des films de données sont disponibles sur demande. Les données de suivi sont disponibles sur https://doi.org/10.5281/zenodo.7637483.

Le code utilisé dans l'analyse des données était auparavant écrit48,49,50,51. Le code d'analyse Matlab, les données de suivi et les fichiers de paramètres sont disponibles sur https://github.com/maryksalcedo/wingflow_grasshoppers.git.

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Nous remercions le Dr Stefan Jaronski (USDA) pour son approvisionnement continu en sauterelles, ses discussions réfléchies et son soutien, et le Dr Missy Holbrook pour ses conseils utiles dans la recherche d'un système modèle. Nous remercions le laboratoire Holbrook d'avoir donné de l'espace à la colonie de sauterelles pendant 2 ans et d'avoir permis des expériences sur les insectes dans son laboratoire de plantes. Nous remercions L. Mahadevan pour ses conseils, commentaires et modifications tout au long de l'expérience et du processus. Nous remercions le Harvard Center for Biological Imaging pour son infrastructure et son soutien, en particulier le Dr Doug Richardson pour ses conseils et sa formation. Nous remercions le Dr Siddarth Srinivasan pour son expertise dans la mesure des flux biologiques et le temps qu'il a passé à aider à s'entraîner au microscope. Nous remercions les membres du Socha Lab pour leurs commentaires réfléchis et leur soutien dans l'analyse et la rédaction. Enfin, un merci spécial au Dr Jacob Peters pour ses conseils et son soutien tout au long du projet. Cette recherche a été financée par deux bourses de la National Science Foundation (NSF) des États-Unis à MKS (NSF GRFP et un NSF PRFB 1812215) et partiellement soutenue par la NSF 1558052 à JJSMKS a également été partiellement soutenue par la United States of Agriculture NIFA Fellowship (Prix : 2022- 67012-37679).

Département de génie biologique et environnemental, Cornell University, Ithaca, NY, États-Unis

Mary K. Salcedo

École de génie mécanique, Université Purdue, West Lafayette, IN, États-Unis

Brian H.Jun

Département de génie biomédical et de mécanique, Virginia Tech, Blacksburg, VA, États-Unis

John J. pensait

Department of Organismic and Evolutionary Biology and Museum of Comparative Zoology, Harvard University, Cambridge, MA, États-Unis

Naomi E. Pierce

Weldon School of Biomedical Engineering, Université Purdue, West Lafayette, IN, États-Unis

Pavlos P. Vlachos

Département de neurobiologie, physiologie et comportement, UC Davis, Davis, Californie, États-Unis

Stacey A. Combes

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MKS a conçu le projet de recherche, collecté et analysé les données et rédigé le manuscrit. BHJ a analysé les données, ajouté des méthodes et aidé à éditer le manuscrit. PPV a contribué aux méthodes et aux modifications du manuscrit. SAC, JJS et NEP ont apporté d'importantes modifications et conseils tout au long du projet.

Correspondance à Mary K. Salcedo.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Communications Biology remercie Hamed Rajabi et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Rédacteur en chef de la gestion principale : Luke R. Grinham. Les rapports des pairs examinateurs sont disponibles.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

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Réimpressions et autorisations

Salcedo, MK, Jun, BH, Socha, JJ et al. Modèles complexes de circulation de l'hémolymphe dans les ailes des sauterelles. Commun Biol 6, 313 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

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Reçu : 13 novembre 2021

Accepté : 02 mars 2023

Publié: 23 mars 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

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